Mi chiamo Samuele Lolato e sono del ‘66. Sono nato e vissuto nell’area pedemontana Bassanese in provincia di Vicenza, provincia che,assieme a quella di Padova, ha rappresentato per un paio di decenni la culla della produzione mondiale di accessori tecnici per acquari e fontane. Dopo il diploma in elettrotecnica e aver saldato il conto con lo stato per il servizio militare sono entrato in un mondo che, all’epoca, credevo fosse una moda passeggera di breve durata (stiamo parlando del 1987) cioè l’accessorio tecnico per l’animale da compagnia, nello specifico l’acquario. È stato, invece, un matrimonio che ancora mi appassiona soprattutto nella ricerca di nuove soluzioni tecniche che rendano l’acquariofilia un hobby alla portata di un numero sempre maggiore di praticanti.

Quando è nata la tua azienda, e come sei partito?

Dopo aver lavorato per dieci anni in un’azienda concorrente mi è stato proposto di far parte di un team per generare una nuova società che potesse operare nel settore che ormai conoscevo molto bene dal punto di vista prettamente tecnico. Erano i tempi nei quali si elencavano a memoria tutte le gamme di prodotto della concorrenza, leggi prima dell’avvento delle produzioni cinesi che tanto hanno “sconvolto” la piccola-media industria manifatturiera italiana. Assieme ad altri due compagni di viaggio, aventi caratteristiche professionali complementari rispetto alla mia, e con l’apporto di capitali esterni abbiamo fatto nascere nel 1997 una piccola società che avesse, secondo noi, le caratteristiche per poter emergere in un mercato già esigente: esperienza, innovazione e flessibilità.

Quali sono i prodotti di punta?

La Eden produce sin dalla sua nascita pompe e filtri di altissima qualità sia dal punto di vista delle caratteristiche tecniche che dal punto di vista della costanza produttiva. Il livello qualitativo delle nostre pompe è stato talmente apprezzato da renderci presto un produttore per i marchi più noti di tutta l’acquariofila mondiale. Recentemente, dopo aver trovato il partner giusto, sono stati aggiunti numerosi prodotti che presentano l’utilizzo di componentistica elettronica. Siamo riusciti, perciò, ad implementare nei nostri prodotti funzioni aggiuntive per renderli maggiormente funzionali agli occhi dell’utente finale. Un esempio per tutti il nuovissimo dispenser di mangime per acquari e terrari Eden 901 che garantisce una sigillatura ermetica del contenitore evitando perciò il contatto del mangime fortemente igroscopico con l’aria particolarmente umida in prossimità dell’acquario. Umidità questa che, in molte mangiatoie della concorrenza, genera grumi di mangime umido facilmente soggetto a muffe e malfunzionamenti.

Come è strutturata la produzione?

Tutti gli articoli marchiati Eden (e non solo Eden) vengono prodotti nello stabilimento di Cartigliano (VI) che dispone di circa 3.000 m² di superficie. Anche la maggior parte dei componenti utilizzati sono di origine italiana. L’azienda dispone di linee di assemblaggio automatiche e semiautomatiche con l’ausilio anche di robot antropomorfi. Il personale che si occupa degli assemblaggi è per la maggior parte femminile perché la sensibilità e la precisione delle donne con componenti di ridotte dimensioni, come lo sono i nostri, è comprovatamente maggiore.

Quale posto occupa la ricerca e l’innovazione?

Questo è un punto di forza della nostra azienda. Non si è mai voluto aggiungere alla gamma un prodotto dalle caratteristiche similari a quelli già esistenti sul mercato. La continua ricerca, con la sua dose di costi e di rischio imprenditoriale, fa di Eden una realtà che mette sul mercato prodotti mai banali bensì sempre dotati di caratteristiche, grandi o piccole, che li distinguono da ciò che già esiste. La frase che spesso ricorre nei corridoi dei nostri uffici tecnici è “Siamo stai i primi a…” che a volte significa una dose incalcolabile di tempo e denaro speso, ma che ci dà piena soddisfazione nel guardare al passato e pensare al futuro.

Come testi la qualità dei tuoi prodotti?

Ogni articolo che esce dalle linee produttive passa attraverso il collaudo finale previsto dalle normative di sicurezza a seconda dei marchi del mercato di destinazione. Ciò significa non un test a campione bensì un test sul 100% della produzione. Successivamente, l’ufficio Qualità esegue dei test a campione per verificare che non si verifichino errori sistematici o accidentali dovuti a distinte base, errati assemblaggi, componenti difettosi e quant’altro. La stessa procedura viene eseguita per la componentistica in ingresso. Vengono poi eseguite delle ispezioni da parte degli enti certificatori presso i quali il nostro prodotto è stato testato e valutato idoneo per riportarne il rispettivo marchio di qualità.

Come curi i rapporti con i clienti?

Qui il distinguo è d’obbligo: salvo situazioni particolari ci sono due distinti gruppi di lavoro che curano il rapporto con i clienti “Private Label” e con i grossisti/importatori che distribuiscono il prodotto marcato Eden. Il primo gruppo di clienti necessita decisamente di un supporto di tipo tecnico perché la parte marketing/vendite ovviamente viene curata in proprio. Per quanto riguarda il secondo gruppo invece c’è anche la necessità di dare un supporto di tipo commerciale e MKT ed uno dei fronti sui quali Eden si sta maggiormente impegnando per ottenere una visibilità maggiore rispetto al passato. Siamo sempre stati considerati un’azienda di nicchia ma in realtà i nostri cataloghi, sia per l’acquariofilia che per il giardino, sono sufficientemente vasti da coprire una buona parte delle esigenze del mercato. Dal punto di vista fieristico abbiamo fin dall’inizio optato per esporre unicamente ad Interzoo a Norimberga.

In cosa si differenziano i tuoi prodotti da quelli della concorrenza e come affronti il confronto con le altre aziende?

Come già detto, il mercato non si compone più di concorrenti europei o americani dove ci si misurava sulle caratteristiche tecniche a fronte di prezzi molto similari. La presenza di prodotti cinesi ha generato, assieme all’avvento della grande distribuzione, una rincorsa al prezzo più basso che, se da un lato ha favorito l’avvicinamento a questo hobby, dall’altro ha generato una sorta di spartiacque (come in altri settori del resto) tra i prodotti di qualità per i veri hobbisti e il prodotto di basso prezzo per i neofiti. Ovviamente poi nella pratica non esiste questa netta separazione per cui si possono trovare prodotti di ottima qualità anche se economici come pure prodotti con grossi punti interrogativi che costano molto denaro. In tutta questa situazione Eden ha sempre cercato di privilegiare la qualità anche a volte a scapito dei numeri mantenendo tutta la produzione in Italia, salvo rari componenti. Parlare poi di differenze specifiche bisognerebbe analizzare prodotto per prodotto o, almeno, gamma per gamma ma sarebbe corretto farlo in maniera neutra, cioè in presenza di esperti imparziali.

Come incide la crisi attuale sulla tua attività e sull’acquariofilia in generale?

È chiaro che la crisi economica incide principalmente sui numeri, cioè sui fatturati in primis e, a volte, anche sui margini. Questo costringe le aziende a tagliare sui costi, sugli investimenti e sulla ricerca. Stendiamo un velo pietoso sul problema del ricorso al credito, problema sentito dalla maggior parte degli imprenditori medio-piccoli. Per quanto riguarda il mercato stiamo notando inoltre che c’è una sofferenza che coinvolge anche i prodotti di fascia alta che di solito vengono considerati esenti dai problemi della crisi. È chiaro che il nostro non è un settore del lusso perciò clienti di fascia alta sono da considerarsi i veri appassionati, indipendentemente dal loro reddito, e non chi ha ampia possibilità di spendere. C’è da dire, inoltre, che i prodotti “primo prezzo” sono talmente ridotti all’osso che difficilmente consentirebbero ad un giovane neofita di appassionarsi perché andrà incontro con molta probabilità a serie delusioni. Questo comunque vale anche per altri settori divenuti facilmente abbordabili ma con prodotti di scarsa qualità che un tempo non esistevano.

Quali sono le prospettive per il futuro, quali saranno le nuove tendenze?

Per le prospettive dell’acquariofilia possiamo solo pensare positivamente perché sono sempre di più al mondo gli appassionati che si aggiungono, soprattutto nei paesi emergenti come Cina ed India. Questo significa ovviamente nuove opportunità per chi le saprà cogliere. Per quanto riguarda le tendenze, trovo che questo hobby soffra purtroppo come tutto il settore animali da compagnia della necessità di costanza e questo si scontra con la molteplicità di interessi e la frenesia della nostra società. Qualsiasi altro hobby è “parcheggiabile” per sopravvenuti motivi di tempo mentre l’acquario non lo è affatto, pena il totale disastro. Ecco che prodotti, anche di piccole dimensioni, ma con elevati gradi di autonomia possono rappresentare una tendenza per altro già sbocciata con l’avvento dei nano-acquari.

Daniele Rosella aka Dan79

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SOMMARIO

Il Deep Sand Bed (DSB) è un metodo di gestione di un ecosistema marino che, sebbene tutt’altro che recentissimo, sembra stia trovando nuovo interesse tra gli acquariofili italiani, molti dei quali lo stanno scegliendo quale metodo per le loro vasche. Queste note non sono dedicate all’allestimento di un DSB o alla sua manutenzione, essendoci già articoli (e.g., [1]) e discussioni specifiche nei forum. Piuttosto, partendo da quanto oggigiorno si da noto che succeda all’interno degli strati di un DSB, si vuole prendere in esame quanto l’esperienza mette in risalto e porre una serie di domande e dubbi sulla totale comprensione dei meccanismi chimici e biologici. Queste note cercano quindi anche di dare degli spunti di riflessione su alcuni meccanismi non completamente noti a tutti gli acquariofili, sperando che nel futuro si trovino maggiori riscontri di carattere scientifico che aiutino la corretta gestione di un DSB.

INTRODUZIONE

Il DSB è basato su di un sistema di filtraggio naturale che è delegato a quanto si sviluppa, micro e macroscopicamente, negli strati di un letto di sabbia la cui altezza è variabile tra i 10 ed i 15 cm.

La prima questione è: perché un acquariofilo dovrebbe scegliere di allestire un sistema basato sul DSB? A questa domanda la risposta più immediata di un neofita potrebbe risiedere nel motivo estetico di una vasca con della bella sabbia bianca di fondo che ha anche il vantaggio di diffondere meglio la luce. Ma allora perché non allestire il cosiddetto Shallow Sand Bed (SSB), cioè un fondo di sabbia di pochi centimetri? E’ evidente che la risposta se fare un DSB o un SSB sta in quanto si instaura in quei 10-15cm di sabbia e che non si instaura invece in soli 2-3cm.

Innanzitutto, la presenza di un DSB invece che di un SSB fornisce molto più volume sabbioso per consentire l’insediarsi di una fauna bentonica tipica degli ambienti sabbiosi. Questo ha il vantaggio di costituire nel DSB una sorta di serbatoio naturale di cibo vivo per la nostra vasca. Ma il vero punto per discriminare tra l’allestimento di un DSB, un SSB o limitarsi ad avere il fondo vasca libero sta in quello che avviene a livello di scala microscopica.

E’ noto che una sana vita nel nostro acquario dipende non soltanto da un costante apporto di nuova acqua ma anche, se non soprattutto, dal lavoro fatto da certi batteri nel riuscire ad utilizzare gli inquinanti nocivi prodotti da pesci o scarti di cibo e trasformarli chimicamente in prodotti il cui impatto inquinante sia molto meno rilevante, se non completamente eliminato, e.g. [2]. Questo è ciò che avviene nel cosiddetto ciclo dell’azoto. In accordo a quanto riportato in letteratura, questo ciclo non è in realtà l’unico che si instaura in un DSB, essendo riportata la presenza di cicli ulteriori per il fosfato, il ferro, il metano, ecc., e.g. [3]. Per capire cosa avviene in questi cicli, è utile fornire preliminarmente uno sketch del funzionamento di un DSB maturo, analizzando schematicamente le varie zone che possiamo individuare all’aumentare della profondità.

FUNZIONAMENTO DEL DSB: COSA SI DA PER ASSODATO CHE AVVENGA ?

Il funzionamento del DSB è basato sull’insediamento di particolari ceppi batterici che operano in diverse condizioni chimico-fisiche che si verificano lungo gli strati di sabbia. Generalmente il granello di sabbia di un DSB ha dimensione tra 0.05mm fino a 0.2mm, quindi decisamente piccola tanto che in [3] si parla espressamente di DSB in termini di “Mud”, cioè di fango, melma. Dal punto di vista granulare, la superficie totale di un DSB è spaventosamente più alta rispetto alla superficie ottenibile con sole rocce vive ed è un substrato che consente l’instaurarsi di un enorme numero di batteri. E’ lo svilupparsi del loro ciclo vitale ad essere importante per la filtrazione biologica.

Conseguentemente, in relazione a quanto mostrato in Figura 1 e Figura 2, i primi centimetri del DSB sono soggetti ad una ossigenazione pari a quella dell’acqua libera (in condizioni standard, in base alla legge di Henry, la saturazione dell’ossigeno in acqua salata è ad un valore di circa 8 mg/L), causata dalla penetrazione dell’O₂ per diffusione/convezione. Sulla superficie sabbiosa sono poi i depositi di materiale organico proveniente da cibo disperso, defecazione ed urina dei pesci, ecc. Sostanzialmente il primo anello della catena di trasformazione è quindi costituito da prodotti[1] quali ione ammonio , la cui presenza in acqua è decisamente tossica per i pesci, nonché fosforo che è però meno tossico. Il lento e costante afflusso di tali prodotti rappresenta in un certo senso la “benzina” nel motore di filtraggio rappresentato dal DSB. In condizioni ottimali, i ceppi batterici si riproducono con velocità tale da raddoppiarsi in numero in circa 30 minuti, quindi hanno bisogno di alimentarsi.

[1] In letteratura, e.g. [4], si riportano valori medi di vasche per acquacoltura popolate da pesci, 0.5 mg/L/giorno di .

Figura 1: schema di variazione di diverse sostanze lungo gli strati di un DSB

Per chiarezza di lettura del presente articolo, richiamiamo le seguenti definizioni[1] che verranno in seguito spesso usate:

Aerobiosi: condizione di presenza di ossigeno, sia molecolare che nelle sue forme composte.

Anossia: condizione di scarsa presenza di ossigeno molecolare ma con presenza di ossigeno combinato (nitriti, nitrati, ecc); è la condizione che consente la denitrificazione.

Anaerobiosi: Condizione di vita di alcuni microorganismi in totale assenza di ossigeno molecolare (batteri anaerobi obbligati), fra i quali annoveriamo batteri solfato riduttori e metanogeni (presenza quindi di solfato e anidride carbonica)

[1] Si tenga però presente che non sempre queste definizioni sono assunte allo stesso modo in tutti i testi e in tutte le discipline. Qui si sono adoperate le definizioni che vengono usate nell’ambito del trattamento delle acque reflue.

La presenza dell’ossigeno nei primi centimetri genera una zona aerobica in cui possono vivere tutta una serie di organismi vivi macroscopici (lumache, vermi, ecc) che smuovono la sabbia, rimescolandola con i depositi organici. Ma la parte più rilevante della vita di questa zona è a livello microscopico, ove c’è proliferazione di batteri che ossidano l’ ad ione nitrito e successivamente l’ ad ione nitrato . Queste reazioni non sono in realtà unidirezionali ma possono avvenire in entrambi i versi, pur mantenendo un equilibrio globale, ed è la presenza dell’ossigeno che fa si che la prima zona aerobica agisca come zona nitrificante. Il nitrato in acqua è un inquinante molto meno tossico dell’ammonio, è tollerato dalla vita fino a certe concentrazioni, ma spesso gli acquariofili che allevano coralli duri esigono una decisa eliminazione anche di questo.

Ma la penetrazione dell’ossigeno all’aumentare della profondità nella sabbia non si mantiene costante, la diffusione non è infatti in grado di spingere l’O₂ oltre i primi centimetri. E’ qui che, eventualmente, si differenzia il funzionamento del DSB dal SSB, la diminuzione di ossigeno lungo la profondità della sabbia caratterizza una diversità di condizioni di funzionamento.

In accordo a quanto mostrato in Figura 1 e 2, al diminuire dell’ossigeno molecolare dopo la regione aerobica entriamo in una regione anossica (molto ridotta nel SSB), in cui il nitrato subisce ulteriori trasformazioni. In base alle precedenti definizioni, un metabolismo anaerobico (ovvero che non utilizza ossigeno molecolare) avviene in condizioni anossiche. Infatti, il nitrato raggiunge un massimo di concentrazione praticamente al confine tra la zona aerobica e quella anossica e qui alcuni ceppi batterici anaerobi facoltativi, come i generi Pseudomonas, Bacillus, Thiobacillus possono trovare più efficiente per la loro vita l’uso dell’ossigeno presente nell’ piuttosto che usare la concentrazione minore di O₂ disciolto in acqua. In questo modo, i batteri sottraggono ossigeno al nitrato riducendolo in N₂ cioè azoto molecolare, gassoso.

L’azoto gassoso potrebbe essere utilizzato dai batteri dei generi Clostridium ed altri che posseggono un complesso enzimatico chiamato nitrogenasi, a sua volta costituito da due enzimi che utilizzano come co-enzimi ferro, zolfo e molibdeno, in mancanza del molibdeno, alcuni batteri possono utilizzare il vanadio. In condizioni anaerobiche questi batteri riducono l’azoto molecolare ad ammonio, che può essere incorporato negli amino-acidi glutammina e glutammato dai quali ne derivano altri per reazioni biochimiche successive. Parlando di coenzimi contenenti molibdeno e ferro non si può non accennare alla presenza di questi metalli anche negli enzimi dei batteri nitrato e nitrito riduttori. Questa informazione ci fa capire quanto siano importanti gli oligoelementi nel buon funzionamento dell’acquario.

L’azoto molecolare gassoso non utilizzato dai batteri azoto fissatori, emerge dallo strato sabbioso per essere disperso in ambiente dove potrebbe essere fissato da batteri aerobici del genere Azotobacter. Questo processo di trasformazione è anche comunemente denominato denitrificazione. Si dice a questo punto che il ciclo dell’azoto è chiuso, intendendo con questo che prendendo come inizio del ciclo l’ammonio prodotto dall’urina dei pesci (derivante dall’urea), si ritorna attraverso più “vie” allo ione ammonio per riduzione del nitrato, complessivamente con l’impiego di 8 elettroni, molte reazioni biochimiche coinvolte e diversi ceppi batterici.

Da questo quadro, se ne deduce che il funzionamento di un SSB è quindi limitato, rispetto al DSB, dal fatto che la minore altezza del letto di sabbia induce un minore volume di zona anossica, con conseguente ridotta (se non praticamente assente) capacità denitrificante.

Figura 2: I diversi cicli instaurati in un DSB

Si suppone che negli strati più profondi di un DSB possa esistere una ulteriore zona, detta anaerobica, totalmente priva di ogni forma di ossigeno molecolare e disponibile come nitrato. In tale zona potrebbero vivere solo particolari batteri che ovviamente non necessitano di ossigeno. Tale ambiente risulta dunque più favorevole ai batteri anaerobi obbligati: in questo ambiente si svilupperanno quelle reazioni biochimiche tipiche del loro metabolismo, cioè la riduzione dell’anione solfato e dell’anidride carbonica (SO₄^2- e CO₂). Al ciclo dell’azoto sono associati altri cicli, coinvolgenti batteri e microalghe, che agiscono su altri prodotti quali carbonio, ferro, fosfato. Tra questi, è utile dare qui qualche cenno sul ciclo del fosforo, e.g. [5].

In natura, gran parte del fosforo delle acque deriva dall’azione erosiva atmosferica di rocce organogene sedimentarie (formate dall’accumulo di sostanze biologiche/organiche, ossa e defecazioni) chiamate fosforiti, i sali solubili così formatisi vengono rilasciati dalle rocce e trasportati ai corsi di acqua e da questi ai mari. A questi fosfati inorganici in soluzione (ioni PO₄^3-) se ne aggiungono altri derivanti dall’agricoltura. I fosfati vengono utilizzati dalle piante (phytoplancton e alghe superiori) che diventeranno alimenti per lo zooplancton e per altri organismi eterotrofi marini e non, che morendo si depositeranno nelle rocce organogene per ricominciare il ciclo.

Parte dei fosfati solubilizzati “precipitano” come sostanze insolubili (fosfati di ferro e alluminio per lo più) per sedimentarsi nuovamente a formare le rocce mescolandosi ai fosfati derivanti dalla componente organica. La parte depositata nei sedimenti marini supera quella che “ritorna” sul terreno, infatti si dice che il ciclo del fosforo rimane “aperto”.

Figura 3. Ciclo del fosforo in natura

Diversamente dall’azoto, il fosforo non può essere ridotto a forme gassose, quindi allontanabili dal sistema. L’ossigeno del fosfato, non viene utilizzato come accettori di elettroni nella catena respiratoria anaerobica (come l’ossigeno del nitrato), probabilmente poiché conviene mantenere la molecola integra per formare i legami ad alta energia ad es con l’adenosina (ATP). Questa molecola è di importanza biologica enorme, proprio perché dalla “rottura” dei legami tra i gruppi fosfati e l’adenosina si libera l’energia necessaria per lo svolgimento di moltissime reazioni biochimiche.

In natura, tranne che in condizioni di riduzione estreme (anossia spinta), non si verifica la riduzione del fosfato che porterebbe alla formazione di fosfonio (PH₄⁺) fosfina o fosfano (PH₃) poiché buona parte del fosfato, come vedremo fra poco, viene utilizzato tal quale da piante acquatiche, integrato in Sali inorganici insolubili di ferro o alluminio che formeranno rocce sedimentarie o utilizzato da batteri “PAO” come fonte di energia e scambiati con l’ambiente esterno a seconda della presenza/assenza di substrato organico. Inoltre, il fosfonio (fosfina o fosfano) che si formerebbe dalla riduzione estrema del fosforo è estremamente tossico, molto più di quanto lo sia l’ammoniaca, che tra l’altro, come abbiamo già accennato viene utilizzata come ione ammonio per “fabbricare” amino acidi come il glutammato e la glutammina e quindi reimmessa nel “sistema eterotrofo”.

Possiamo schematicamente elencare le seguenti fasi:

• il fosforo arriva dal cibo prevalentemente come particolato organico (POM);
• organismi decompositori lo decompongono a fosforo organico solubile (idrolizzazione) e questo viene   mineralizzato a ortofosfato PO₄^3-;
• questo è usato dalle alghe e rilasciato nell’ambiente come fosfato organico di rifiuto che si accumila nel sedimento;
• dal sedimento si solubilizza grazie a reazioni chimiche (vedi Figura 4) e organismi decompositori.

Figura 4: Ciclo fosforo tra acqua e sedimenti: P_op = fosforo organico particolato; P_os = fosforo organico solubile; P_sed = fosforo nei sedimenti; P_a = fosforo nelle alghe; PO₄^3- = ortofosfato

Il fosforo nel sedimento è prevalentemente del tipo FePO₄(s) (fosfato ferrico) insolubile. Il fosfato può in condizioni di scarso redox (condizioni anaerobiche negli strati profondi del DSB) essere rilasciato come HPO₄^2- nell’ambiente a causa della reazione tra fosfato ferrico e HS^- prodotti dai batteri solfato-riduttori. Una volta in acqua può essere riutilizzato dalle alghe che ricominceranno il ciclo.

Gli elementi qui riportati fanno riferimento a schemi di funzionamento di un DSB totalmente noti in letteratura ed accettati nel normale uso acquariofilo già da diversi anni. Il DSB, sulla base di tali considerazioni, è considerato un sistema non completo e non semplice nella sua gestione per un paio di ragioni: a) la mancata capacità del DSB di eliminare con la stessa efficienza il fosfato disciolto in acqua, con conseguente alterazione del rapporto N/P, b) il rischio della presenza della zona anossica, la quale accumulerebbe sostanza nocive (ad esempio metalli) che potrebbero inavvertitamente essere rimesse nel sistema portandolo rapidamente al collasso. Si tende, quindi, a considerare il DSB come un sistema “a tempo”, inevitabilmente destinato ad una fine biologica per tali riportate ragioni.

 CHE DUBBI NASCONO SUL FUNZIONAMENTO REALE DI UN DSB ?

Si delineano però alcuni dubbi basati sia sull’esperienza di molti utilizzatori di DSB che sulla presenza di alcuni particolari ceppi batterici di cui solo dagli inizi degli anni 2000 si è iniziato a studiare il comportamento. Iniziamo con affrontare la questione di quali indici usare per valutare l’instaurarsi di un buon funzionamento biologico di un DSB. Dal punto di vista quantitativo è ovvio che l’abbattimento dei valori degli inquinanti in una vasca normalmente popolata sia già indice di un’attività di filtraggio biologico che si è instaurata nel sistema. Si tende, inoltre, ad indicare un aspetto “visivo” quale chiaro indice del funzionamento del DSB. Infatti, è quasi “tradizione orale” tra gli acquariofili quella di considerare la formazione di macro-bolle gassose visibili nello strato di sabbia come un chiaro indice della denitrificazione, leggendovi in ciò la formazione dell’azoto in forma gassosa. L’osservazione che però possono essere fatte in vari DSB porta a fare qualche constatazione che apre dubbi su tale interpretazione.

In Figura 5 sono riportate alcune foto di zone di un DSB di 18 mesi, visibili attraverso il vetro, in cui si notano chiaramente zone gassose, oltre che formazioni di microalghe e di cianobatteri. Se questa sezione visiva fosse realmente rappresentativa di tutto il DSB, ovvero anche di sezioni interne non soggette a radiazioni luminose, sarebbe plausibile supporre che si tratti di macro-bolle di azoto che indicano l’azione denitrificante dei batteri che sottraggono ossigeno ai nitrati (si vedano i profili in Figura 1). D’altro canto, nelle foto si notano zone gassose molto in alto nello strato sabbioso mentre la formazione dell’azoto dovrebbe avvenire negli strati più bassi; questo fatto farebbe supporre che l’azoto si muove verso l’alto per poi disperdersi in ambiente. Però abbiamo un modo molto semplice per fare una sorta di test di controllo su quanto supposto, ovvero vedere cosa avviene qualora il vetro sia coperto e non consenta di far arrivare la radiazione luminosa alla sabbia.

Alcune foto di una parte coperta dello stesso DSB sono riportate in Figura 6. Stavolta appare una compattazione degli strati ed una quasi totale assenza di macrobolle. Cosa potrebbe quindi differenziare così fortemente le due zone qui mostrate? E’ evidente che la radiazione luminosa incide sull’instaurarsi del processo di fotosintesi, cosa che fa supporre che sia uno sviluppo micro-algale a produrre gas di ossigeno, giustificando così la presenza di bolle gassose solo in zone esposte alla luce. Sarebbe quindi plausibile anche supporre che ci sia produzione di CO₂ a fine fotoperiodo. Ma questo quadro di funzionamento non è quindi indicativo di cosa vedremmo nella parte interna di un DSB. Dunque, l’azoto potrebbe essere prodotto ma non apparire in forma macroscopica, essendo rilasciato in acqua in forma disciolta con micro-bolle. Si tenga presente che quanto qui mostrato in foto relativamente ad un singolo DSB è stato confrontato con quanto succedeva in altri DSB, constatando per tutti le stesse caratteristiche qui discusse.

Figura 5: dettagli di macrobolle in un DSB. Qui la sabbia è esposta alla luce.

Un altro aspetto, visibile attraverso il vetro, sembrerebbe contrastare quanto si considera assodato in un funzionamento standard di un DSB: non sembra essere mai presente una zona effettivamente anaerobica. Da un lato quindi ciò sembrerebbe rassicurare chi vuole intraprendere l’allestimento di un DSB in quanto non esisterebbe una zona che viene reputata molto pericolosa per la vita duratura di un DSB. Dall’altro, sorge il dubbio di chiedersi cosa cambierebbe nel funzionamento reale di un DSB qualora ci siano effettivamente solo la zona aerobica e quella anaerobica.

Figura 6: dettagli dello stesso DSB, stavolta la sabbia non è stata esposta alla luce.

Si è detto che nel DSB sono presenti anche altri cicli su diversi prodotti. Un altro punto che val la pena porre in evidenza è di certo quello che riguarda il ciclo del fosforo in quanto la presenza di fosfato disciolto in acqua è notoriamente indesiderata dall’acquariofilo in quanto può favorire la formazione e la crescita di alghe oltre che inibire la sintesi del calcio nei coralli duri.

Come abbiamo visto in precedenza, il ciclo del fosforo non implica una sua riduzione ma un suo utilizzo come fosfato nei vari stadi nel ciclo. Dobbiamo anche differenziare il fosforo organico dall’inorganico e in quest’ultimo l’ortofosfato (l’unico determinabile con i test commerciali usati dagli acquariofili) dai polifosfati. La depurazione dell’acqua dal fosforo è ottenuta nei sistemi tradizionali tramite filtrazione chimica, ovvero facendo precipitare opportunamente il fosforo inorganico. Più recentemente si è invece diffusa la rimozione attraverso al filtrazione biologica. Infatti, si prospetta da studi vari che ci siano dei batteri chiamati “Phosporous Accumulating Organism” (PAO) in grado di rilasciare o accumulare fosforo a seconda delle condizioni chimico-fisiche del substrato, e.g. [5]. Si mettono in evidenza alcuni punti:

• In fase anaerobica ed in presenza di substrato carbonioso (acetato) i PAO assimilano i prodotti di fermentazione all’interno delle cellule con concorrente rilascio dai polifosfati accumulati da cui si ricava l’energia necessaria per l’accumulo di polidrossibutirrati (PHB). In particolare, l’acetato viene convertito a PHB per riduzioni successive. Il potere riducente deriva dal ciclo del glicogeno che quindi viene consumato
• In fase Anossica/aerobica ed in assenza di substrato, l’energia viene prodotta dall’ossidazione del PHB accumulato in fase anaerobica, il fosfato (ortofosfato viene catturato dall’ambiente esterno) per ripristinare i polifosfati.

Dall’ossidazione del PHB si ottiene anche Carbonio utilizzato per la produzione di nuove cellule e di glicogeno, che così viene reintegrato. In particolare, in fase aerobica viene utilizzato ossigeno come acettore esterno di elettroni, mentre in fase anossica viene utilizzato nitrato come accettore esterno di elettroni.

Questo comporta che in condizioni di anossia (assenza o scarsa presenza di ossigeno ma presenza di nitrato) ed assenza di substrato i PAO utilizzino il nitrato riducendolo. Pertanto i PAO assumono anche funzione denitrificante.

Figura 7: Ciclo di azione dei PAO

Da evidenziare che in fase anossica/aerobica ed in assenza di substrato, crescono numericamente a differenza di altri microrganismi eterotrofi, poiché possono utilizzare come fonte di carbonio quello accumulato nel polidrossibutirrato. Quindi in condizioni di alternanza Anaerobiosi/(aerobiosi/anossia) questi microorganismi PAO sono favoriti nella crescita rispetto ad altri microrganismi e visto che l’uptake di fosforo avviene in aerobiosi/anossia concomitante alla crescita, sarà anche vero che la defosfatazione sarà maggiore rispetto al rilascio di fosforo in acqua in fase anaerobica. Da evidenziare anche che il trasporto attivo del fosforo attraverso la membrana cellulare è dipendente dal pH del mezzo: più esso sarà alto minore sarà l’uptake di fosforo, fatto questo che favorirebbe ulteriormente lo sviluppo in condizione anossiche (poiché dove c’è meno ossigeno, ci sarà un redox minore e quindi un pH più basso e per cui un maggiore uptake di fosforo.

Ma come si legano queste considerazioni sull’azione dei PAO con il DSB? Innanzitutto, la presenza o meno dei PAO nelle nostre vasche dovrebbe essere dimostrata in modo rigoroso, non potendo affermare con certezza se essi siano già presenti nei batteri normalmente commerciati. Assumendo la loro presenza, il DSB potrebbe essere un substrato particolarmente adatto a fornire le condizioni di alternanza di zone aerobiche/anaerobiche che sono naturalmente presenti. Inoltre, alcune misurazioni sperimentali dell’ossigeno presente in strati sedimentari marini, hanno rilevato come la zona aerobica può variare percentualmente di molto al variare dell’intensità del movimento dell’acqua lungo la superficie [6-8]. Se ne deduce che un DSB potrebbe essere opportunamente gestito con fasi aerobiche/anossiche alternate in funzione dell’intensità della corrente modulata dalle pompe di movimento.

Per motivi di completezza, val la pena anche dire che al DSB si potrebbe anche associare un reattore di zeolite, essendo tale minerale un ottimo substrato per l’insediamento dei PAO, e.g. [9].

 CONCLUSIONI

Il DSB si presenta quindi come un sistema biologico di filtraggio molto complesso, i cui principi di funzionamento chimico/fisici sono solo in parte noti agli acquariofili. Si è cercato di far comprendere che il DSB presenta ulteriori cicli, oltre al classico e molto citato ciclo dell’azoto, e che tali cicli non sono separati ma eventualmente risultano accoppiati tra loro.

Da quanto sopra esposto, per ciò riguarda i PAO, la loro presenza in acquario si rivelerebbe molto vantaggiosa soprattutto in un DSB proprio per le condizioni di anossia/anaerobiosi che si possono incontrare in questo substrato di sabbia. Queste condizioni, o meglio, l’alternanza delle condizioni anaerobiche/aerobiche/anossiche infatti, per quanto sopra esposto, porterebbero ad una crescita maggiore di questi ceppi batterici piuttosto che di altri eterotrofi con quindi una maggiore captazione dell’ortofosfato dall’acqua.

Lo strato profondo di sabbia, favorisce (in anossia) l’azione dei batteri solfato riduttori che producono HS^-, il quale reagendo con i fosfati ferrici rimineralizza il fosfato rendendolo solubile, la quale cosa limita l’accumulo di fosfato nei sedimenti. Questo a vantaggio dei batteri PAO che utilizzano fosfato per ripristinare le catene di polifosfato e a vantaggio dell’acquariofilo che limita il rischio di un rilascio incontrollato di fosfati causato da alterazioni di pH o reazioni chimiche inaspettate.

Si spera che in un prossimo futuro ci possano essere dati quantitativi, scientificamente significativi, che confermino/chiariscano ulteriormente il complesso funzionamento di un DSB.

Gli autori ringraziano le tante persone con cui hanno avuto proficui scambi di parere su alcuni forum, grazie a loro diversi aspetti sono stati maggiormente approfonditi.

Bibliografia

[1] Reef Italia Magazine http://www.reefitalia.net/magazine/dsb-il-fondo-che-vive-by-carlo-avallone/

[2] J. van Rijn, Y. Tal, H. J. Schreier, Denitrification in recirculating systems: Theory and applications, Aquacultural Engineering, 34 (2006) 364–376

[3] R. Shimek, Dearest Mudder…The Importance of Deep Sand, 2001, Aquarium Fish Magazine.

[4] Tseng K-F, Wu K-L, The ammonia removal cycle for a submerged biofilter used in a recirculating eel culture system. Aquacultural Engineering 31:17-30, 2004

[5] S. Marsili Libelli, Ciclo biologico del fosforo, http://dsii.dsi.unifi.it/~marsili/PPT/Ciclo_Fosforo.pdf

[6] Wei-Jun Cai, F. L. Sayles, Oxygen penetration depths and fluxes in marine sediments, Marine Chemistry 52 (1996) 123-131.

[7] V. Brotas, A. Amorim-Ferreira, C. Vale, F. Catarino, Oxygen profiles in intertidal sediments of Ria Formosa (S. Portugal), Hydrobiologia 207: 123-129, 1990.

[8] W. Ziebis, M. Huettel, S. Forster. Impact of biogenic sediment topography on oxygen fluxes in permeable seabeds, Mar Ecol Prog Ser, Vol. 140: 227-237, 1996

[9] J. Hrenovi, H. Büyükgüngör, Y. Orhan, Use of Natural Zeolite to Upgrade Activated Sludge Process, Food Technol. Biotechnol. 41 (2) 157–165 (2003)

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L’acquariofilo ( quello vero ) è una persona veramente sui generis e quello marino lo è nel modo più assoluto; ritagliarsi un pezzetto di mare agli antipodi, portarselo a casa e poi gestirlo, curarlo, amarlo, bestemmiarlo (anche)…Tutto rientra nella psicologia di chi fa i salti mortali per creare un opera d’arte vivente e allo stesso tempo privilegiarne la visione solo a pochi eletti, quasi che la visione di occhi estranei a questo magnifico mondo potesse influire malignamente sullo sviluppo di quella magnifica acropora che pare spicchi il volo dalla roccia così accuratamente posizionata.

Non è egoismo…è solo uno sviscerato amore per un mondo che stilla di sudore e mani fradice di acqua salata..

L’acquariofilo (quello vero ) è però anche la persona che divide la propria conoscenza con gli altri, che li rende partecipe dei propri successi e altrettanto dei propri fallimenti.

In questo modo impara in un tragitto la cui meta non può essere raggiunta: non esiste l’abc dell’acquario definitivo, ogni vasca è un ecosistema a parte che si evolve in modo unico.

Esistono però delle linee guida di base, sviluppate proprio dall’interscambio di esperienza tra gli appassionati .

La mia trafila di acquariofilo di barriera ha seguito appunto questo percorso, partendo, come molti, da sistemi dal litraggio contenuto, fino a giungere alla ahimè nota “ vasca definitiva “ (sic ).

Ed è appunto questa che descrivo a seguire:

2200 Lt circa contenuti in un parallelepipedo di vetro dello spessore di 25 mm avente una lunghezza di 3 mt, una profondità di 97 cm per un’ altezza di 78 cm.

La stessa vasca ha un pozzetto di tracimazione ricavato con vetro divisorio ( 20 cm x 97 cm ) dotato di tre scarichi indipendenti che riversano l’acqua nelle due sump sottostanti ( 100 cm x 60 cm ). Il vantaggio di avere due sump indipendenti così spaziose e proporzionate al volume dell’acquario sta soprattutto nel fatto di poter posizionare all’interno delle stesse eventuali migliorie tecniche a supporto del mio berlinese (es.le pompe per i reattori, UV etc. etc.)senza doversi dannare per il poco spazio a disposizione ( credetemi; per i possessori di acquari dotati di sump non è mai abbastanza grande per contenere i nostri nuovi “esperimenti” ).

Nel mio caso, inoltre, la scelta è stata quanto mai obbligata, in quanto lo schiumatoio che conduce l’acquario è un Bubble King 300 int che proprio minuscolo non è…

La preponderante presenza di SPS mi ha imposto l’aggiunta al sistema sia di un reattore di calcio (artigianale- cilindro di un 1 mt di altezza per una circonferenza di 30 cm) che di un reattore di Kalkwasser ( modello Deltec KM 800 ) ai fini di poter esaudire la continua richiesta di calcio per lo sviluppo degli stessi.

Gli animali, d’altra parte, sono fortemente stimolati alla crescita dall’impianto di illuminazione:

5 HQI da 400W(Aqualine Busche) con parabole Lumenarc su plafoniera artigianale dotata anche di 48 led blu come luce lunare, con un fotoperiodo di circa 10 ore.

Il movimento dell’acqua e così il ritorno in vasca sono assicurati da pompe esterne IWAKI della portata rispettiva di Lt 125/minuto x 12mt prevalenza (pompa di ritorno-1) e di 100lt/minuto x 10mt di prevalenza(pompe di movimento-2); queste ultime sono diramate in più uscite per spostare la massa d’acqua in maniera casuale e, alternandosi ogni 3 ore, generano corrente in tutti gli angoli della vasca sprovvista di sabbia di fondo.

Il controllo e la gestione dei vari parametri fisico-chimici è affidata ad una centralina IKS che riceve i segnali utili dalle varie sonde (PH, Redox, O2, …) e li trasmette ai relativi regolatori, così come la profilassi antibatterica viene garantita in parte dall’uso non continuo di una lampada UV.

La temperatura viene regolata da un climatizzatore TECO TR60 sui valori standard per un reefacquario, riuscendo, d’estate, a contrastare l’innalzamento termico dovuto all’irradiazione delle lampade HQI.

Il ripristino del livello dell’acqua avviene con rabbocco automatico con acqua proveniente dall’impianto ad osmosi a doppia cartuccia collegato perennemente alla rete idrica.

Mi sono concesso un’unica deviazione dalla concezione pura del berlinese: l’allestimento di un refugium di circa 200 Lt ( 90cm x 50cm x 50cm ) direttamente collegato all’acquario, illuminato da una plafoniera T5 con un fotoperiodo opposto alla vasca principale e letteralmente traboccante di Caulerpa.

L’allestimento e la conduzione è talmente ricca di aneddoti che non basterebbe un libro a contenerli: si va dall’amico–tascabile letteralmente calato nella stessa,( con tanto di muta sub! ),per posizionare le rocce nella fase iniziale, alla mia purtroppo stravagante idea di staccare i tiranti con conseguente distacco del pozzetto di tracimazione, ( che nottata!), alla eiaculatio precox della tridacna gigas, ( °O° ), al ritrovamento e movimentata pesca di un’enorme Eunice ( oltre 1mt)..e mi fermo qui…

Insomma il mio acquario come croce e delizia come ben sanno tutti i reefkeeper, ma impagabile quando riesce a regalarti dei momenti di pura emozione…

Ps ( La gestione di un acquario di barriera migliora notevolmente la tua conoscenza della lingua inglese, nonché ti infarina di chimica organica e meccanica dei fluidi..in pratica diventi più ricco intellettualmente e più povero economicamente! XD )

Buon Reef a tutti.

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Di Dana Riddle

Ho riflettuto a lungo prima di scrivere questo articolo. Avevo molte fotografie raccolte nel corso degli anni, ma quando un amico (Steve Ruddy) mi ha mandato le foto di alcuni parassiti – ho pensato che fosse giunto il momento di approfondire queste ricerche e pubblicarle.

Figura 1. Il copepode parassita Kombia angulata, riscontrato nei coralli duri Psammocora e Porites. Disegno dell’autore.

Il titolo di questo articolo è una riflessione sullo stato dell’arte dell’ acquariologia di barriera – gli acquariologi più esperti hanno raggiunto un punto tale che molti dei problemi sull’allevamento e mantenimento dei reef “casalinghi” è stato risolto. Possiamo quindi concentrarci su problemi differenti dai 4 principali (temperatura, illuminazione, movimento, e valori dell’acqua).

Esistono numerose ricerche sui parassiti corallini, ma queste ricerche sono spesso disunite e sparse sul web o pubblicate su qualche rivista poco conosciuta. Sin dai primi libri per acquariofili si è parlato brevemente dei predatori e dei parassiti dei coralli (Wilkens, 1990; Wilkens and Berkholz, 1986; Sprung and Delbeek, 1997; Delbeek and Sprung, 1994; Delbeek and Sprung, 2005), eppure si parla pochissimo dei copepodi parassiti. Lo scopo di questo articolo è quello di riunire alcune di queste ricerche in una sorta di “guida di riferimento”. Detto questo, sappiamo ancora molto poco sui parassiti corallini, nonostante questo articolo esaminerà circa 250 specie appartenenti a oltre 30 generi conosciuti come parassiti dei coralli duri. Esistono probabilmente migliaia di parassiti corallini che ancora devono essere studiati e descritti scientificamente.

Bisogna tener ben presente che l’osservazione in acquario ha buone possibilità di essere la prima in assoluto, per cui io esorto gli acquariofili a documentare le loro esperienze e ho davvero apprezzato Coloro che hanno condiviso con me le loro osservazioni. Prima di iniziare la nostra discussione, sarà bene rivedere alcune definizioni che troveremo spesso di seguito:

Commensale:

Organismo che vive all’interno o insieme ad un altro senza danneggiarsi o farsi del maschi.

Copepode:

Piccolo crostaceo acquatico della sottoclasse, generalmente provvisto di 6 paia di zampe. Alcuni copepodi sono parassiti.

Ectoparassita:

Parassita che vive all’esterno dell’organismo ospite.

Endoparassita:

Parassita che vive all’interno dell’organismo ospite.

Platelminti:

Vermi del phylum Platelminti. Alcuni sono parassiti.

Nudibranchi:

Letteralmente ‘branchia nuda’ – questi molluschi (sottordine Nudibranchia) hanno spesso le loro branchie /apparato respiratorio su dorso e/o sui fianchi. Alcuni nudibranchi mangiano coralli.

Parassita:

Organismo che trae nutrimento da un altro organismo (detto ospite) e a discapito dell’ospite. Dal greco parasitos, letteralmente ‘uno che mangia dal piatto di un altro.

Predatore:

Organismo che sopravvive consumando un altro organismo.

Simbiosi:

Processo per cui gli organismi traggono vantaggio a vicenda vivendo insieme.

Simbionte:

Un partner nella simbiosi.

Di seguito vengono descritti alcuni parassiti corallini che hanno specifiche necessità alimentari, come tenerli sotto controllo e altre considerazioni su di essi.

Copepodi

I Copepodi (che significa “zampe piatte”) sono crostacei che si trovano in un numero incredibile di ambienti, incluso stagni, laghi d’acqua dolce,ruscelli, laghi salati, e numerosi ambienti marini (dall’artico al tropicale). Anche da adulti sono molto piccoli (circa 3.5mm – 1/8″ – per I parassiti corallini) ma spesso sono anche più piccoli, con le femmine che sono più grandi dei maschi. Una attente osservazione spesso basta per vederli ad occhio nudo, ma bisogna fare attenzione ad alcuni in quanto sono trasparenti o prendono il Colore dell’ospite.

I Copepodi hanno un esoscheletro molto duro, che muta con il crescere dell’animale. Gli esemplari adulti o semi-adulti hanno un solo occhio che generalmente è rosso sotto la luce del microscopio. Le Antenne (2 paia), i massillipedi, e un gruppo di mascelle secondarie servono a raccogliere e portare il cibo alle mandibole. Il cibo viene digerito in un intestino (spesso di Colore differente rispetto al resto del corpo); gli escrementi vengono espulsi attraverso un apertura nel segmento anale. Le Ovaie sono protuberanze del segmento genitale nelle femmine.Le zampe natatorie sono appendici articolate del metasoma (una sottosezione del prosoma). Hanno una coda ‘doppia’ (fural rami) che parte da una struttura chiamata ramo caudale.

Figura 2. Anatomia dei copepodi. Questi termini devono essere familiari per Coloro che vogliono osservarli.

I Copepodi sono generalmente presenti negli acquari marini. Essi costituiscono una fonte di cibo per molti animali marini, e la loro presenza generalmente è una cosa positiva. Vengono spesso introdotti in acquario vivi, congelati o liofilizzati, come alimento per pesci ed invertebrati marini.

La maggior parte dei copepodi si nutrono di batteri, diatomee o piccole particelle di cibo. Alcuni invece, hanno una dieta particolare associata ad animali ben precisi, inclusi coralli duri, molli, gorgonie, tridacne, e così via.

Copepodi Parassiti

E’ noto che alcune specie di copepodi sono parassiti dei coralli duri, coralli molli, anemoni, Tridacne, stele marine e altri invertebrati, anche se il numero dei copepodi parassiti è di gran lunga inferiore a quello dei copepodi non-parassiti. (i copepodi parassiti sono circa il 15%, secondo il guru dei copepodi Arthur Humes). Capita spesso tra gli acquariofili raggruppare i crostacei parassiti in categorie “allargate” chiamate ‘red bugs’ e ‘black bugs’. Inoltre, i red bugs vengono generalmente associati dagli acquariofili ad una singola specie (Tegastes acroporanus – nonostante questo animale è stato ufficialmente riscontrato in una sola specie di corallo – il corallo duro del Pacifico Acropora florida), e questo grazie soprattutto ad un articolo scritto nel 2002 da Ron Shimek. In realtà, i coralli possono essere infestati internamente o esternamente da numerosi generi di copepodi parassiti, come Alteuthellopsis, Xarifia, Stockia, Humesiella, Tegastes, Parategastes, Orstomella, Zazaranus, e molti altri. Vedi tabella uno.

Vedi la Tabella Due alla fine di questo articolo per una lista di Coralli ospiti e Copepodi parassiti (per specie).

Per Coloro che vogliono identificare I copepodi parassiti, esistono numerosi prerequisiti. Innanzitutto, è richiesta infinita pazienza per identificare accuratamente la maggior parte di questi animali, nonostante che sia spesso semplice identificare un certo genere con alcuni esemplari. Occorre essere muniti di un microscopio di buona qualità. Possibilmente, occorre una fotocamera digitale con l’adattatore per microscopio , in modo da poter ottenere una documentazione fotografica per ulteriori analisi utilizzando come punto di partenza le conoscenze già acquisite sui copepodi parassiti. (vedi ‘Riferimenti’, in basso).

Distribuzione Geografica

I Copepodi vivono in tutti gli ambienti acquatici del mondo, dai laghi salati e oceani tropicali fino alle acque glaciali dei poli e nelle aree intorno nelle zone più profonde del mare e in presenza di reazioni idrotermiche.

Le precedenti pubblicazioni in materia di acquariologia, hanno generalmente sostenuto che i copepodi parassiti si trovassero solo nell’Oceano Pacifico. Non è così. Infatti I copepodi ritenuti essere parassiti di vari generi di coralli, sono diffusi in tutto il mondo. Vedi Figura 3.

Figura 3. Distribuzione geografica generale di alcuni generi di copepodi parassiti.

Come si vede dalla Figura 3, i parassiti dei coralli sono distribuiti geograficamente. I generi Atlantici non sono strettamente legati ai generi riscontrati nel Pacifico.

Parassitismo contro Predazione

C’è una sottilissima differenza tra parassiti e predatori. Un predatore semplicemente si nutre della sua preda non curandosi minimamente della sorte di quest’ultima (tranne del fatto che essa fornisce nutrimento quando viene mangiata), invece un parassita generalmente trae beneficio dalla sua relazione con l’ospite, fino a che quest’ultimo soffre e si indebolisce e diventa più sensibile ai disturbi che possono causarne la morte. Il parassita trae beneficio solo finché l’ospite è vivo.

Per questo motivo, l’entità del danno o del trauma inflitto dal parassita al suo ospite è molto importante. Sparks (1985) descrive in questo modo le ‘reazioni’ degli invertebrati ai danni:

Infiammazione (definito come un repentino cambiamento susseguente ad un danno).

La Riparazione delle ferite riguarda sia la rimozione del tessuto necrotico, sia la ripresa delle sue funzioni.

Ovviamente, per avere successo, il danno provocato dal parassita non deve superare la capacità dell’ospite di riparare il danno subìto. Da qui ci poniamo la domanda: Fino a che punto la colonia di parassiti comincia a costituire un pericolo mortale per l’ospite? La risposta mi ha molto sorpreso – alcuni molluschi sono seriamente in pericolo quando solo 5 – ripeto 5 – parassiti risiedono su di essi o al loro interno (Sparks, 1985). D’altro canto, Humes (1994) riferisce che una piccola colonia di corallo duro (Pocillopora damicornis – 16 cm di diametro) era infestata da 668 copepodi parassiti della specie Xarifia quinaria.

Sintomi di infestazione di Copepodi Parassiti

I sintomi manifestati da un organismo ospite di un’infestazione di parassiti, non sempre sono subito apparenti. Nonostante alcuni copepodi parassiti esterni non sono particolarmente difficili da individuare, ci vuole una notevole capacità di osservazione per accorgersi della loro presenza. Per rendere le cose più difficili, alcuni copepodi sono capaci idi vivere all’interno dei polipi dei coralli, rendendo così impossibile la loro individuazione (vedi sotto un metodo di infestazione conosciuto usato dal copepode Xarifia obesa).

I sintomi di parassitosi interna di un corallo, dipende dal numero di parassiti. Speso, si nota una generale perdita di salute, perdita di Colorazione accesa, poca estroflessione dei polipi e perdita delle zooxantelle (forse a causa dell’azione predante del parassita).

Figura 4. Il corallo della specie Montipora (al centro) è infestato da ‘parassiti neri’. Anche se l’estroflessione dei polipi è ancora buona, ha perso la sua normale colorazione vivace . Foto di Steve Ruddy (www.coralreefecosystems.com).

Figura 5. Copepodi su un corallo Montipora. Sono visibili gli occhi (punti neri).Foto di Steve Ruddy (www.coralreefecosystems.com).

Figura 6. Un’altra foto di copepodi su una Montipora. Si notano la segmentazione del corpo, l’occhio e le antenne primarie. Foto di Steve Ruddy (www.coralreefecosystems.com).

Figura 7. Una microfotografia di un ‘black bug’ trovato in una Montipora – sembra appartenere alla specie Tegastes o Parategastes. Questi animali sono molto piccoli – circa 0.34mm, e verranno trattati nella Parte 3 di questo articolo. Foto dell’autore.

Copepodi – Portatori di malattie?

Ivanenko e Smurov (1996) hanno sollevato l’interessante questione che I copepodi potessero introdurre agenti patogeni nell’organismo ospite. Questo potrebbe spiegare il perché alcune infestazioni di copepodi sono abbastanza innocue, mentre altre causano il rapido deperimento e la morte dell’organismo ospite. Come nota aggiuntiva, c’è da dire che il batterio patogeno Vibrio è stato individuato attaccato all’esoscheletro di alcuni copepodi.

Commenti sulle Informazioni nel Database seguente

La lista seguente contiene informazioni sulla massima dimensione dei copepodi, i Colori delle varie specie e anche immagini. Innanzitutto, le mie immagini sono pure riproduzioni di ottime immagini a camera lucida fatte dai ricercatori Humes, Stock e altri ancora. In ogni caso, Coloro che desiderano identificare I copepodi, facciano riferimento ai documenti originali.

La lunghezza massima è riportata per la maggior parte dei seguenti taxa (unità tassonomica) Questa lunghezza non include anche la lunghezza della ‘coda’ (fural rami). Tenete presente che questi elenchi sono basati talvolta su osservazioni limitate a solo poche specie In un paio di casi, è stato possibile raccogliere solo esemplari di un solo sesso.

Il Colore è elencato per molti taxa, e questi Colori si basano sul Colore manifestato dai copepodi attraverso la trasmissione di luce con una particolare lampada del microscopio. Il Colore derivato da luce trasmessa, è differente dal Colore con luce riflessa. E per complicare ulteriormente le cose, il parassita può inglobare nei suoi tessuti I pigmenti provenienti dall’ospite (come nel caso del ‘red bug’ Orstomella che si nutre dei tessuti del corallo Favia) Alcuni di questi pigmenti possono essere fluorescenti (vedi Figura 140) e la qualità spettrale della luce che colpisce l’animale può alterare la percezione del Colore.

Le specie di coralli sono riportate così come nei documenti originali. La tassonomia dei coralli è in uno stato di continua evoluzione, così ho dovuto prestare molta attenzione per rivedere le descrizioni così come descritte nelle riviste originali.

Le classificazioni dei copepodi sono riviste molto di rado, e questo è successo dal momento che alcune delle descrizioni iniziali sono state pubblicate. Ad esempio, i parassiti del genere Lichomolgus,malgrado molto frequenti nelle prime pubblicazioni, sono stati tutti riassegnati ad altri generi. Questo sito web (www.advancedaquarist.com) è stato usato come riferimento per la revisione: WoRMS (World Register of Marine Species) at http://www.marinespecies.org/

Le viste laterali (prese da un lato), dorsale (prese dall’alto in basso) e ventrale (dal basso verso l’alto) rivelano differenti immagini dei ‘bugs’. Fate attenzione che l’angolo di osservazione può differenziare profondamente queste immagini.

Non bisogna dare per scontato che un copepode è rappresentativo di tutti quelli presenti in una colonia di corallo. Humes (1994)afferma che single colonie di Acropora hyacinthus, A. gravida, e Montipora undata possono ospitare oltre 9 specie di parassiti Xarifia.

Arthur Humes, l’ultimo guru dei copepodi, ha inoltre riscontrato che l’identificazione e la classificazione dei copepodi è molto più facile se gli esemplari sono di sesso femminile.

Ora che conosciamo alcune nozioni di base sui copepodi, possiamo iniziare la nostra discussione sui parassiti dei coralli.

Parassiti dei coralli duri

Copepodi dell’Ordine Cyclopoida

Corallonoxia e Corallovexia sono stati riscontrati solo nei coralli dell’oceano Atlantico. Vi chiederete perché tali parassiti sono menzionati in un articolo per acquariofili dal momento che la maggior parte (ma non tutti) i coralli provenienti da quelle zone non possono essere importati e quindi sono illegali. Alcuni coralli (ad esempio Manicina areolata, o altri trovati su rocce vive coltivate) sono legalmente disponibili, ecco perché sono stati inclusi anche I parassiti dei coralli dell’Atlantico.

Corallonoxia baki

Ospite: Eusmilia fastigata

Ordine Cyclopoida

Famiglia Corallovexiidae

Massima dimensione riscontrata (femmine): ?

Massima dimensione riscontrata (maschi): ?

Colore: ?

Provenienza: Indie Occidentali (Atlantico)

Riferimenti: Stock, 1975

Corallonoxia longicauda

Ospite: Meandrina meandrites

Ordine Cyclopoida

Famiglia Corallovexiidae

Massima dimensione riscontrata (femmine): ?

Massima dimensione riscontrata (maschi): ?

Colore: ?

Provenienza: Indie Occidentali (Atlantico)

Riferimenti: Stock, 1975

Corallovexia brevibrachium

Ospite: Diploria labyrinthformis

Ordine Cyclopoida

Famiglia Corallovexiidae

Massima dimensione riscontrata (femmine): ?

Massima dimensione riscontrata (maschi): ?

Colore: ?

Provenienza: Indie Occidentali (Atlantico)

Riferimenti: Stock, 1975

Corallovexia dorospina

Ospite: Montastrea cavernosa

Ordine Cyclopoida

Famiglia Corallovexiidae

Massima dimensione riscontrata (femmine): ?

Massima dimensione riscontrata (maschi): ?

Colore: ?

Provenienza: Indie Occidentali (Atlantico)

Riferimenti: Stock, 1975

Figura 8. Montastrea cavernosa, una specie di corallo Atlantica, può essere colpita da infezione di questi parassiti. Foto di Jake Adams e www.coralIDea.com

Corallovexia kristenseni

Ospite: Colpophyllia natans

Ordine Cyclopoida

Famiglia Corallovexiidae

Massima dimensione riscontrata (femmine): ?

Massima dimensione riscontrata (maschi): ?

Colore: ?

Provenienza: Indie Occidentali (Atlantico)

Riferimenti: Stock, 1975

Corallovexia longibrachium

Ospite: Manicina areolata

Ordine Cyclopoida

Famiglia Corallovexiidae

Massima dimensione riscontrata (femmine): ?

Massima dimensione riscontrata (maschi): ?

Colore: ?

Provenienza: Indie Occidentali (Atlantico)

Riferimenti: Stock, 1975

Figura 9. Manicina areolata è l’ospite preferito del parassita Corallovexia longibrachium. Questi sono coralli dell’Atlantico e non sono legalmente disponibili in commercio. Foto di Jake Adams e www.coralIDea.com.

Corallovexia mediobrachium

Ospite: Diploria strigosa

Ordine Cyclopoida

Famiglia Corallovexiidae

Massima dimensione riscontrata (femmine): ?

Massima dimensione riscontrata (maschi): ?

Colore: ?

Provenienza: Indie Occidentali (Atlantico)

Riferimenti: Stock, 1975

Corallovexia mixtibrachium

Ospite: Colpophyllia natans

Ordine Cyclopoida

Famiglia Corallovexiidae

Massima dimensione riscontrata (femmine): ?

Massima dimensione riscontrata (maschi): ?

Colore: ?

Provenienza: Indie Occidentali (Atlantico)

Riferimenti: Stock, 1975

Corallovexia similis

Ospite: Acropora palmata

Ordine Cyclopoida

Famiglia Corallovexiidae

Massima dimensione riscontrata (femmine): ?

Massima dimensione riscontrata (maschi): ?

Colore: ?

Provenienza: Indie Occidentali (Atlantico)

Riferimenti: Stock, 1975

Figura 10. Il corallo in via di estinzione Acropora palmata spesso è la casa del copepode parassita Corallovexia similis. Questi coralli potranno essere un giorno disponibili per gli acquariofili quando saranno ottimizzate le tecniche di accrescimento delle planule (larve). Foto di Jake Adams e www.CoralIDea.com.

Corallovexia ventrospinosa

Ospite: Montastrea brasiliana

Ordine Cyclopoida

Famiglia Corallovexiidae

Massima dimensione riscontrata (femmine): ?

Massima dimensione riscontrata (maschi): ?

Colore: ?

Provenienza: Indie Occidentali (Atlantico)

Riferimenti: Stock, 1975

Parassiti dei Coralli duri

Copepodi dell’Ordine Poecilostomatoida

Iniziamo ora una breve elencazione dei parassiti conosciuti nei coralli del Pacifico, iniziando con:

Amarda compta

Ospite: Favia sp.

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Massima dimensione riscontrata (femmine): 1.20mm

Massima dimensione riscontrata (maschi): 0.85mm

Colore: Opaco, occhio rosso

Provenienza: Madagascar

Riferimenti: Humes and Stock, 1972

Figura 11. Amarda compta, vista dorsale.

Amarda cultrata

Ospite: Favia sp.

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Massima dimensione riscontrata (femmine): 1.68mm

Massima dimensione riscontrata (maschi): 1.37mm

Colore: Opaco, occhio rosso

Provenienza: Madagascar

Riferimenti: Humes and Stock, 1972

Figura 12. Amarda cultrata, maschio, vista ventrale.

Amarda curvus

Ospite: Goniastrea retiformis

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Kim, 2007

Amarda goniastraea

Ospite: Goniastrea retiformis

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Humes, 1985

Anchimolgus abbreviatus

Ospite: Acrhelia horrescens

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Humes, 1991

Anchimolgus angustus

Ospite: Gardinoseris planulata

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Humes, 1992

Anchimolgus brevarius

Ospite: Goniopora stokesi

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Humes, 1995

Anchimolgus compressus

Ospite: Galaxea fascicularis

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Humes, 1996

Anchimolgus conformatus

Ospite: Goniopora sp.

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Humes, 1995

Anchimolgus contractus

Ospite: Galaxea fascicularis

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Humes, 1979

Anchimolgus convexus

Ospite: Parahalometra robusta

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Humes, 1978

Anchimolgus digitatus

Ospite: Goniopora sp.

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Massima Dimensione Riscontrata (femmine): 2.0mm

Massima Dimensione Riscontrata (maschi): 1.62mm

Colore: Trasparente, occhio rosso scuro

Provenienza: Madagascar

Riferimenti: Humes e Ho, 1968a

Figura 13. Anchimolgus digitatus, un parassita delle specie Goniopora.

Anchimolgus eparmatoides

Ospite: Gardinoseris planulata

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Humes and Stock, 1972

Anchimolgus exsertus

Ospite: Echinophyllia horrida

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Humes, 1991

Anchimolgus gibberulus

Ospite: Gardinoseris planulata

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Humes, 1992

Anchimolgus gigas

Ospite: Goniopora stokesi

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Humes and Stock, 1995

Anchimolgus gracilipes

Ospite: Pavona danai

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Kim, 2007

Anchimolgus hastatus

Ospite: Fungia sp.

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Kim, 2007

Anchimolgus latens

Ospite: Fungia echinata

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Humes, 1978

Anchimolgus maximus

Ospite: Fungia cocinnia

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Kim, 2003

Figura 14. Fungia cocinnia è soggetta a stress a causa di copepodi parassiti. Foto di Steve Ruddy e www.coralreefecosystems.com

Anchimolgus mimeticus

Ospite: Goniopora sp.

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Humes, 1995

Anchimolgus moluccanus

Ospite: Galaxea fascicularis

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Humes, 1996

Anchimolgus multidentatus

Ospite: Alveopora catalai

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Kim, 2003

Anchimolgus nastuas

Ospite: Galaxea fascicularis

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Humes, 1996

Anchimolgus noumensis

Ospite: Seriatopora hystrix

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Kim, 2003

Anchimolgus orectus

Ospite: Fungia paumotensis

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Humes, 1978

Anchimolgus pandus

Ospite: Fungia echinata

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Humes, 1978

Anchimolgus paragensis

Ospite: Hydnophora microconus

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Kim, 2007

Anchimolgus prolixipes

Ospite: Porites (andrewsi?) e Porites nigrescens

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Massima Dimensione Riscontrata (femmine): 1.15mm

Massima Dimensione Riscontrata (maschi): 0.85mm

Colore: Trasparente o opaco, occhio rosso

Provenienza: Madagascar

Riferimenti: Humes and Ho, 1968a

Figura 15. Anchimolgus prolixipes, vista dorsale.

Anchimolgus punctilis

Ospite: Pocillopora damicornis

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Humes, 1978

Anchimolgus stellus

Ospite: Gardinoseris planulata

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Humes, 1972

Anchimolgus tanaus

Ospite: Acrhelia horrescens

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Humes, 1991

Anchimolgus tenuipes

Ospite: Seriatopora hystrix

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Kim, 2003

Anchimolgus tridentatus

Ospite: Echinopora lamellosa

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Kim, 2003

Andrianellus exsertidens

Ospite: Favia sp., Platygyra daedala

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Massima Dimensione Riscontrata (femmine): 1.33mm

Massima Dimensione Riscontrata (maschi): 1.22mm

Colore: Opaco, occhio rosso

Provenienza: Madagascar

Riferimenti: Humes and Stock, 1973

Figura 16. Andrianellus exsertidens, vista laterale.

Andrianellus papillipes

Ospite: Platygyra ryukyuensis

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Kim, 2007

Armadopsis merulinae

Ospite: Merulina ampliata

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Massima Dimensione Riscontrata (femmine): 1.57mm

Massima Dimensione Riscontrata (maschi): 1.41mm

Colore: Opaco, intestine arancio-rosso, occhio rosso, sacca ovarica grigia.

Provenienza: Nuova Caledonia

Riferimenti: Humes, 1974

Figura 17. Armadopsis merulinae, femmina con uova, vista dorsale.

Cerioxynus alatus

Ospite: Favia favus

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Massima Dimensione Riscontrata (femmine): 1.60mm

Massima Dimensione Riscontrata (maschi): 1.39mm

Colore: Opaco, intestino arancio-marrone, occhio rosso, sacca ovarica grigia.

Provenienza: Nuova Caledonia

Riferimenti: Humes, 1974

Cerioxynus bandensis

Ospite: Favites virens

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Humes, 1979

Figura 18. Cerioxymus alatus, riscontrato in associazione con il corallo duro Favia.

Cerioxynus favitocolus

Ospite: Favites halicora

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Massima Dimensione Riscontrata (femmine): 1.12mm

Massima Dimensione Riscontrata (maschi): 0.88mm

Colore: Opaco, canale alimentare marrone chiaro, occhio rosso, sacca ovarica grigia.

Provenienza: Nuova Caledonia

Riferimenti: Humes, 1974

Figura 19. Cerioxymus favitocolus, femmina senza sacche ovariche, vista laterale. Humes, 1974.

Figura 20. Cerioxymus favitocolus, femmina con sacche ovariche, vista dorsale.

Cerioxynus moluccensis

Ospite: Favites pentagonia

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Provenienza: Great Barrier Reef

Riferimenti: Humes, 1979

Cerioxynus montastreae

Ospite: Montastrea curta

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Provenienza: Grande Barriera Corallina

Riferimenti: Humes, 1994

Cerioxynus oulophylliae

Ospite: Oulophyllia crispa

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Provenienza: Isole Molucche e Grande Barriera Corallina, Australia

Riferimenti: Humes, 1994

Dumbeana undulatipes

Ospite: Psammocora togianensis and P. logianensis

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Provenienza: Sabiura

Riferimenti: Misaki, 1978; Humes, 1996

Ecphysarion ampullulum

Ospite: Acropora rosaria

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Humes, 1993

Ecphysarion lobophorum

Ospite: Acropora scherzeriana, Acropora cytheria, Acropora florida, Acropora sp.

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Massima Dimensione Riscontrata (femmine): 1.36mm

Massima Dimensione Riscontrata (maschi): 1.19mm

Colore: Ambra, occhio rosso, sacca ovarica grigia

Provenienza: Madagascar

Riferimenti: Described as Lichomolgus lobophorus, Humes and Ho, 1968a

Also described elsewhere as Schedomolgus lobophorus.

Figura 21. Ecphysarion lobophorum, femmina con uova, vista dorsale.

Ecphysarion spinulatum

Ospite: Acropora palifera

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Humes, 1993

Gelastomolgus spondyli

Ospite: Plerogyra sp.

Massima Dimensione Riscontrata (femmina): 1.16mm

Massima Dimensione Riscontrata (maschi): 0.59mm

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Humes and Stock, 1973

Commento: C’è il sospetto che la Plerogyra non sia l’ospite primario di questo copepode, e la sua presenza sia quindi casuale.

Figura 22. Gelastomolgus spondyli, vista dorsale.

Haplomolgus incolumis

Ospite: Montipora caliculata

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Humes and Ho, 1968

Haplomolgus montiporae

Ospite: Montipora sinensis, Montipora stellata

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Massima Dimensione Riscontrata (femmina): 0.89mm

Massima Dimensione Riscontrata (maschi): 0.90mm

Colore: Ambra chiaro, occhio rosso, sacca ovarica grigia-nera

Provenienza: Madagascar

Riferimenti: Humes and Ho, 1968a

Figura 23. Haplomolgus montiporae, vista dorsale.

Haplomolgus subdeficiens

Ospite: Montipora undata

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Humes, 1978

Humesiella corallicola

Ospite: Hydnophora sp.

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Massima Dimensione Riscontrata (femmina): ?

Massima Dimensione Riscontrata (maschi): ?

Colore: ?

Provenienza: Coste Indiane Sud Orientali

Riferimenti: Sebastian and Pillai, 1973

Figura 24. Humesiella corallicola, maschio, vista dorsale, parassita del corallo durol Hydnophora. Sebastian e Pillai, 1973.

Famiglia: Lichomolgidae: Lichomolgus queste specie sono spesso menzionate in precedenti priferimenti. Con le nuove pubblicazioni, molte specie sono state assegnate ad altri generi.

Lichomolgus arcuatipes: Vedi Schedomolgus arcuatipes

Lichomolgus campulus: Vedi Odontomolgus campulus

Lichomolgus crassus: Vedi Spaniomolgus crassus

Lichomolgus digitatus: Vedi Anchiomolgus digitatus

Lichomolgus geminus: Vedi Spaniomolgus geminus

Lichomolgus prolixipes: Vedi Anchiomolgus prolixipes

Lichomolgus lobophorus: Vedi Ecphysarion lobophorum (Also described as Schedomolgus lobophorus)

Lipochaetes extrusus

Ospite: Psammocora logianensis

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Humes, 1996

Odontomolgus actinophorus

Ospite: Pavona angularis, Pavona angulata, Pavona cactus, Pavona danai, e Pavona venusta

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Massima Dimensione Riscontrata (femmina): ?

Massima Dimensione Riscontrata (maschi): ?

Colore: Occhio rosso

Provenienza: Madagascar

Riferimenti: Humes and Stock, 1973

Figura 25. Odontomolgus actinophorus, femmina con uova.

Odontomolgus bulbalis

Ospite: Merulina ampliata

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Humes, 1991

Odontomolgus campulus

Ospite: Alveopora sp. and Goniopora sp.

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Massima Dimensione Riscontrata (femmina): 1.26mm

Massima Dimensione Riscontrata (maschio): 1.17mm

Colore: Opaco chiaro, occhio rosso

Provenienza: Madagascar

Riferimenti: Humes and Ho, 1968a

Figura 26. Odontomolgus campulus, associate ad almeno una specie di Alveopora.

Odontomolgus decens

Ospite: Heliofungia actiniformis

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Humes & Stock, 1972

Figura 27. Odontomolgus decens può infestare Heliofungia actiniformis.

Odontomolgus exilipes

Ospite: Psammocora samoensis

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Kim, 2003

Odontomolgus flammeus

Ospite: Fungia sp.

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Kim, 2007

Odontomolgus forhani

Ospite: Montipora compressa

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Humes and Stock, 1972

Odontomolgus fultus

Ospite: Halomitra pileus

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Humes and Stock, 1972

Odontomolgus geminus

Ospite: Psammocora samoensis

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Kim, 2003

Odontomolgus mucosus

Ospite: Gardineroseris planulata

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Kim, 2006

Odontomolgus mundulus

Ospite: Alveopora mortenseni

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Humes, 1974

Odontomolgus parvus

Ospite: Goniastrea retiformis

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Kim, 2007

Odontomolgus pavonus

Ospite: Pavona danai

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Kim, 2007

Odontomolgus pumulis

Ospite: Gardineroseris planulata

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Humes, 1992

Odontomolgus rhadinus

Ospite: Psammocora contigua, Psammocora spp. e Pavona sp.

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Massima Dimensione Riscontrata (femmina): ?

Massima Dimensione Riscontrata (maschi): ?

Colore: Occhio rosso

Provenienza: Madagascar

Riferimenti: Humes e Stock, 1973

Odontomolgus scitulus

Ospite: Fungia fungites

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Humes, 1973

Odontomolgus unioviger

Ospite: Gardineroseris planulata

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Kim, 2006

Panjakus bidentis

Ospite: Pocillopora verrucosa

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Kim, 2004

Panjakus directis

Ospite: Leptoria tenuis

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Humes, 1995

Panjakus eumeces

Ospite: Hydnophora rigida

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Humes, 1991

Figura 28. Le colonie di Hydnophora sono soggette all’infezione di numerose specie di copepodi parassiti. Foto di Steve Ruddy e www.coralreefecosystems.com.

Panjakus fastigatus

Ospite: Platygyra ryukyuensis

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Kim, 2005

Panjakus hydnophorae

Ospites: Hydnophora exesa, Hydnophora tenella, Hydnophora sp.

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Massima Dimensione Riscontrata (femmina): 1.42mm

Massima Dimensione Riscontrata (maschi): 1.33mm

Colore:Opaco scuro con piccoli nei rosso-marroni, occhio rosso, sacca ovarica grigia

Provenienza: Nuova Caledonia

Riferimenti: Humes and Stock, 1973

Figura 29. Panjakus hydnophorae, un parassita della specie Hydnophora.

Panjakus iratus

Ospite: Hydnophora microconus

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Kim, 2005

Panjakus necopinus

Ospite: Leptoria tenuis

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Humes, 1995

Panjakus parvipes

Ospite: Platygyra ryukyuensis

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Kim, 2005

Panjakus platygyrae

Ospites: Platygyra lamellina, Platygyra daedala

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Massima Dimensione Riscontrata (femmina): 1.53mm

Massima Dimensione Riscontrata (maschi): 1.36mm

Colore: Opaco, iintestino giallino chiaro, occhio rosso scuro

Provenienza: Nuova Caledonia

Riferimenti: Humes and Stock, 1973

Figura 30. Panjakus platygyrae, vista dorsale.

Panjakus saccipes

Ospite: Hydnophora microconus

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Kim, 2005

Prionomolgus lanceolatus

Ospite: Pachyseris speciosa

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Massima Dimensione Riscontrata (femmina): 1.42mm

Massima Dimensione Riscontrata (maschi): 1.08mm

Colore: Trasparente, occhio rosso, sacca ovarica grigia

Provenienza: Madagascar

Riferimenti: Humes and Ho, 1968a

Figura 31. Prionomolgus lanceolatus, vista dorsale.

Rakotoa ceramensis

Ospite: Favites pentagona

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Humes, 1979

Rakotoa proteus

Ospite: Favia sp.

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Massima Dimensione Riscontrata (femmina): 1.64mm

Massima Dimensione Riscontrata (maschi): 1.55mm

Colore:Grigio opaco, intestino rossastro, occhio non visibile

Provenienza: Madagascar

Riferimenti: Humes and Stock, 1973

Figura 32. Rakotoa proteus, parassita del corallo duro Favia.

Schedomolgus arcuatipes

Ospite: Acropora palifera

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Massima Dimensione Riscontrata (femmina): 1.11mm

Massima Dimensione Riscontrata (maschi): 1.28mm

Colore: Da trasparente a opaco, occhio rosso, sacca ovarica grigia

Provenienza: Madagascar

Riferimenti: Described as Lichomolgus arcuatipes, Humes and Ho, 1968a

Figura 33. Schedomolgus arcuatipes, maschio, vista dorsale.

Schedomolgus dumbensis

Ospite: Fungia fungites

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Kim, 2003

Schedomolgus exiliculus

Ospite: Acropora palifera

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Humes, 1993

Schedomolgus idanus

Ospite: Acropora patula

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Humes, 1993

Schedomolgus insignellus

Ospite: Acropora valida

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Humes and Stock, 1972

Schedomolgus lobophorus: Vedi Ecphysarion lobophorum. Also described as Lichomolgus lobophorum

Schedomolgus majusculus

Ospite: Acropora rosaria

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Humes and Stock, 1972

Schedomolgus tener

Ospite: Fungia echinata

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Humes, 1993

Schedomolgus tenuicaudatus

Ospite: Acropora Rosaria

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Kim, 2003

Schedomolgus walteri

Ospite: Lobophyllia corymbosa

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Kim, 2003

Scyphuliger cyphuliger

Ospite: Acropora exilis

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Humes, 1993

Scyphuliger concavipes

Ospite: Acropora hyacinthus

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Humes, 1991

Scyphuliger eumorphus

Ospite: Acropora hyacinthus

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Humes, 1993

Scyphuliger humesi

Ospite: Acropora squarrosa

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Kim, 2004

Scyphuliger karangmmiensis

Ospite: Acropora intermedia

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Kim, 2007

Scyphuliger latus

Ospite: Acropora exilis

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Kim, 2003

Scyphuliger longicaudus

Ospite: Acropora convexa

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Kim, 2003

Scyphuliger manifestus

Ospite: Acropora hyacinthus

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Humes, 1991

Scyphuliger paucisuruculus

Ospite: Acropora exilis

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Kim, 2003

Scyphuliger pennatus

Ospite: Acropora corymbosa

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Kim, 2003

Scyphuliger pilosus

Ospite: Acropora corymbosa

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Kim, 2003

Scyphuliger placious

Ospite: Acropora squarrosa

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Kim, 2004

Scyphuliger tenuatis

Ospite: Acropora cymbicyanthus

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Humes, 1990

Scyphuliger vicinus

Ospite: Acropora squarrosa

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Kim, 2004

Stockia indica

Ospite: Favia sp.

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Humes, 1994

Unicispina latigenitalis

Ospite: Acropora palifera

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Anchimolgidae

Riferimenti: Humes, 1993

Ordine: Poecilostomatoida

Famiglia: Clausidiiae

Genera: Hemicyclops

Hemicyclops regalis

Ospite: Porites lobata

Ordine Poecilostomatoida

Famiglia Clausidiiae

Provenienza: Panama (Pacific)

Riferimenti: Humes, 1994

Ordine: Poecilostomatoida

Famiglia: Rhynchomolgidae

Genera: Diallagomolgus, Kombia, Mandobius, Monomolgus, Ravahina, Spaniomolgus, Xenomolgus, Wedanus

Diallagomolgus productus

Ospite: Cyphastrea chalcidicum and Cyphastrea gardineri

Ordine: Poecilostomatoida

Famiglia: Rhynchomolgidae

Massima Dimensione Riscontrata (femmina): 1.43mm

Massima Dimensione Riscontrata (maschi): 1.25mm

Colore: Opaco con alcuni globuli rossi nel prosoma (corpo), intestino marrone, occhio rosso, sacca ovarica grigia

Provenienza: Nuova Caledonia

Riferimenti: Humes, 1979

Figura 34. Diallagomolgus productus, maschio, vista dorsale.

Diallagomolgus vicinus

Ospite: Cyphastrea chalcidicum

Ordine: Poecilostomatoida

Famiglia: Rhynchomolgidae

Massima Dimensione Riscontrata (femmina): 1.27mm

Massima Dimensione Riscontrata (maschi): 1.09mm

Colore: Opaco, intestino marrone, occhio rosso, sacca ovarica grigia

Provenienza: Nuova Caledonia

Riferimenti: Humes, 1979

Figura 35. Diallagomolgus vicinus riscontrato nella Cyphastrea chalcidicum.

Kombia angulata

Ospite: Psammocora sp., Porites nigrescens, and Porites somaliensis

Ordine: Poecilostomatoida

Famiglia: Rhynchomolgidae

Provenienza: Madagascar

Riferimenti: Humes, 1962

Figura 36. Kombia angulata. E’ noto che la specie Kombia è un parassita dei coralli Porites e Psammocora.

Kombia avitus

Ospite: Porites sp.

Ordine: Poecilostomatoida

Famiglia: Rhynchomolgidae

Riferimenti: Kim, 2007

Kombia curvata

Ospite: Porites lutea

Ordine: Poecilostomatoida

Famiglia: Rhynchomolgidae

Riferimenti: Nair and Pillai, 1986

Kombia imminens

Ospite: Porites monticulosa

Ordine: Poecilostomatoida

Famiglia: Rhynchomolgidae

Riferimenti: Humes, 1962

Kombia incrassata

Ospite: Porites lobata

Ordine: Poecilostomatoida

Famiglia: Rhynchomolgidae

Riferimenti: Humes, 1984

Mandobius regalis

Ospite: Pectinia lactuca

Ordine: Poecilostomatoida

Famiglia: Rhynchomolgidae

Riferimenti: Humes, 1994

Monomolgus baculigeres

Ospite: Porites nigrescens

Ordine: Poecilostomatoida

Famiglia: Rhynchomolgidae

Riferimenti: Humes, 1979

Monomolgus psammocorae

Ospite: Psammocora sp.

Ordine: Poecilostomatoida

Famiglia: Rhynchomolgidae

Massima Dimensione Riscontrata (femmina): ?

Massima Dimensione Riscontrata (maschi): ?

Colore: Occhio rosso

Provenienza: Madagascar

Riferimenti: Humes and Stock, 1973

Monomolgus torulus

Ospite: Porites lobata

Ordine: Poecilostomatoida

Famiglia: Rhynchomolgidae

Riferimenti: Humes, 1984

Monomolgus unihastatus

Ospite: Porites (andrewsi?), Porites (nigrescens?), Porites sp.

Ordine: Poecilostomatoida

Famiglia: Rhynchomolgidae

Massima Dimensione Riscontrata (femmina): ?

Massima Dimensione Riscontrata (maschi): ?

Colore: Occhio rosso

Provenienza: Madagascar

Riferimenti: Humes and Stock, 1973

Figura 37. Monomolgus unihastatus, femmina, vista dorsale.

Numboa porosa

Ospite: Psammocora togianensis

Ordine: Poecilostomatoida

Famiglia: Rhynchomolgidae

Massima Dimensione Riscontrata (femmina): ?

Massima Dimensione Riscontrata (maschi): ?

Colore: ?

Provenienza: ?

Riferimenti: Humes 1997

Ravahina tumida

Ospite: Porites (andrewsi?)

Ordine: Poecilostomatoida

Famiglia: Rhynchomolgidae

Massima Dimensione Riscontrata (femmina): ?

Massima Dimensione Riscontrata (maschi): Unknown

Colore: ?

Provenienza: Madagascar

Riferimenti: Humes and Stock, 1973

Figura 38. Ravahina tumida,un parassita specifico di una particolare specie di Porites.

Spaniomolgus compositus

Ospite: Seriatopora octoptera, Seriatopora subseriata, Seriatopora sp.

Ordine: Poecilostomatoida

Famiglia: Rhynchomolgidae

Massima Dimensione Riscontrata (femmina): ?

Massima Dimensione Riscontrata (maschi): ?

Colore: ?

Provenienza: Madagascar

Riferimenti: Humes and Stock, 1973

Figura 39. Spaniomolgus compositus, parassita della specie Seriatopora.

Spaniomolgus crassus

Ospite: Stylophora pistillata, Stylophora mordax, Acropora sp.

Ordine: Poecilostomatoida

Famiglia: Rhynchomolgidae

Massima Dimensione Riscontrata (femmina): 1.44mm

Massima Dimensione Riscontrata (maschi): 1.25mm

Colore: Da trasparente a Opaco con zone di colore ambra-rossastre alla base delle antenne, occhio rosso

Provenienza: Madagascar

Riferimenti: Described as Lichomolgus crassus, Humes e Ho, 1968a

Figura 40. Spaniomolgus crassus riscontrato in alcuni coralli SPS.

Spaniomolgus geminus

Ospite: Stylophora pistillata, Stylophora mordax, Stylophora sp. and Acropora sp.

Ordine: Poecilostomatoida

Famiglia: Rhynchomolgidae

Massima Dimensione Riscontrata (femmina): 1.61mm

Massima Dimensione Riscontrata (maschi): 1.55mm

Colore: Translucent, occhio rosso, sacca ovarica grigia

Provenienza: Madagascar

Riferimenti: Described as Lichomolgus geminus, Humes e Ho, 1968a

Figura 41. Spaniomolgus geminus, vista laterale.

Wedanus inconstans

Ospite: Goniopora tenuidens

Ordine: Poecilostomatoida

Famiglia: Rhynchomolgidae

Riferimenti: Humes, 1978

Xenomolgus varius

Ospite: Porites sp.

Ordine: Poecilostomatoida

Famiglia: Rhynchomolgidae

Massima Dimensione Riscontrata (femmina): 1.76mm

Massima Dimensione Riscontrata (maschio): 1.21mm

Colore: sconosciuto

Provenienza: Isole Mauritius

Riferimenti: Humes e Stock, 1973

Figura 42. Xenomolgus varius, vista dorsale.

Figura 43. Xenomolgus varius, vista laterale.

Così si conclude per ora la nostra discussione sui parassiti dei coralli duri. Esamineremo altri ‘bugs’ nel prossimo magazine.

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Questo mio breve racconto, più che altro una carrellata fotografica, vuole essere un mero reportage volutamente privo di commenti di carattere personale…….

La manifestazione si è svolta nel parcheggio di un grosso centro commerciale in provincia di Caserta. Come si evince dalla foto dell’ingresso era abbastanza difficile non trovare il luogo!

Quest’anno Naq si è svolta su due piani di cui il piano inferiore è stato dedicato alle aziende espositrici ed alle associazioni di cui trovate alcune foto di seguito

c’era un pò di tutto, dai portali di caridine e discus, ai grossisti del settore ed i negozi della zona, c’era chi vendeva acquari da parete, chi ceramiche e chi rettili.

Molto bella la vasca allestita nello stand Aquaristica, tra le poche grosse aziende presenti assieme a Sera Italia e Tetra Italia

il piano inferiore ospitava anche i concorsi di Discus e Caridine. Al secondo ho partecipato con discreto successo anch’io ma evo dire che la concorrenza era fortissima, alcuni gamberi erano veramente di livello elevatissimo come d’altro canto i discus in concorso erano animali stupendi.

Al piano superiore si trovava una sala in cui Heiko Bleher (personaggio conosciutissimo tra i dulcacquariofili in quanto è uno dei più importanti scopritori di nuove specie di pesci amazzonici avendo trascorso buona parte della sua vita “in ammollo” nei fiumi sudamericani) ha voluto ricostruire vari biotopi nei quali si trovano i pesci d’acquario in natura. C’era inoltre lo spazio dedicato alle conferenze, una serie di plantacquari con layout da capogiro ed un’esposizione di betta delle più svariate tipologie. Presenti inoltre al piano superiore alcune vaschette mediterranee, sparute rappresentanti del settore marino ed alcune aziende del settore con i loro stand.

Dopo tre giorni intensissimi oltre che ricchi di conferenze di vario genere, giorni durante i quali ho avuto modo di conoscere molte persone, rivedere vecchi amici e stringere rapporti commerciali, la manifestazione si è conclusa con le premiazioni dei concorsi di discus e caridine, le foto di seguito sono dei vincitori del premio “best in show” (cioè il pesce più bello tra tutti i vincitori delle categorie in concorso) Andrea Sassi ed Antonello Greco dell’Azienda Agricola S.G. Discuscoltura, grandissimi allevatori e grandissimi amici del sottoscritto…..e poi un pò di autocelebrazione me la dovete concedere, nell’altra foto sono io che vengo premiato come vincitore nella categoria Yellow del concorso delle caridine!

Chiudo questo breve reportage con una piccola considerazione personale, anche se avevo promesso di non farne……sono rientrato a casa con un pizzico di amarezza: il settore marino era praticamente assente a NaQ 2011, un vero peccato per chi come me è appassionato di salato!

Un arrivederci a tutti a NaQ 2012 ed in bocca al lupo agli organizzatori

Luca Girlando aka lucasabao

ringrazio per le foto fornitemi Nando d’Amora aka Nando e Nino Sommaripa aka Nikkio

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Fino a qualche anno fa era impensabile l’allevamento di coralli a polipo piccolo (SPS) in un ecosistema di esigue dimensioni come un nano reef. Oggigiorno, grazie ai progressi fatti dalla tecnologia, numerose Aziende mettono a disposizione degli acquariofili attrezzature e accessori in miniatura per far si che la difficoltà di allevamento di coralli delicati ed esigenti sia ridotta ai minimi termini, almeno per ciò che concerne il lato tecnico ed accessorio. Tutto il resto è compito del conduttore della vasca. Quindi una buona attrezzatura è senz’altro indice di un buon inizio ma nulla prescinde dalla preparazione, conoscenza e abilità dell’acquariofilo nel districarsi dalle situazioni più critiche che l’allevamento degli SPS comporta.

Questa premessa è stata fatta in quanto sempre più nanoreefers si cimentano con successo nell’allevamento di coralli esigenti oltre ai ben più resistenti coralli a polipo lungo (LPS) e ancora i corallimorfari più comunemente noti come molli (SOFT).

Iniziamo col descrivere alcune specie di coralli molli adatte alla crescita in nano vasche per passare ad alcune specie di LPS ed infine agli SPS.

Soft

Hanno forme affascinanti che spesso ricordano funghi, praticelli verdi, alberelli e piccole margheritine dai colori sgargianti. Sono i Soft Corals. Animali bellissimi e robusti ai quali è difficile resistere e che spesso animano e colorano i nano reef.

Conosciamoli più da vicino e cerchiamo di capire come allevarli al meglio.

Actinodiscus

Sicuramente i più diffusi e i più conosciuti tra tutti i corallimorfari, spesso dominano la scena all’interno dei nano reef. La loro forma ricorda quella dei funghi benché non ci sia alcuna affinità tra di loro. In commercio se ne trovano diverse specie con colori spesso bellissimi: blu, viola, rosso, striati o puntinati. Sono molto robusti e questo ne fa un animale facilissimo da allevare. E’ un corallo simbiotico, ospita le alghe simbiotiche zooxantellae dalle quali trae gran parte del nutrimento. Risulta quindi superflua un’alimentazione mirata. Vengono venduti in piccole colonie su porzioni di roccia.

Necessitano di un movimento dell’acqua moderato ed è sufficiente un’illuminazione con lampade PL. Si riproducono per scissione ma è possibile talearli dividendo in due, per mezzo di una lametta, il disco e fissandolo nel substarto mediante uno spillo. In breve tempo l’animale si sposterà lasciando da parte il punto di fissaggio dando forma ad un nuovo individuo.

Ricordea

Questi fantastici animali hanno dei colori molto appariscenti che variano dai più comuni marrone e verde iridescente a tonalità blu, rosse, arancio e viola. Sotto lampade attiniche il disco orale mostra delle fantastiche fluorescenze. Il nano reef è l’ecosistema più adatto all’allevamento delle Ricordea. Infatti questi animali prediligono un movimento dell’acqua moderato altrimenti non riescono ad espandere completamente il disco alla luce. Tollerano illuminazioni PL e neon tradizionali anche se, illuminazioni HQI o LED ne esaltano maggiormente i colori.

Come per gli Actinodiscus anche le Ricordea sono animali simbionti pertanto non è necessario nutrirli direttamente. La propagazione avviene per scissione. Spesso facendo attenzione, si scorgono due bocche all’interno del disco orale cosparso di estremità lobose, segno che l’animale si sta appunto scindendo creando un nuovo individuo.

Rhodactis

Questa specie di Corrillimorfari si adatta molto bene alla vita in un nano reef. Infatti è un animale che predilige poco movimento o quantomeno moderato e un’illuminazione non esasperata. Presenta delle estroflessioni più o meno accentuate sulla superficie del disco con colori che variano dal marrone, ocra e verde fluorescente. L’allevamento risulta essere molto semplice. Non necessita di alimentazione mirata in quanto anch’esso è un corallo simbiotico, anche se non disdegna piccoli pezzi di gambero o cozza.

La crescita è relativamente lenta, bisogna tenere conto che sono animali che raggiungono dimensioni ragguardevoli anche in acquario, fino a 20cm di diametro! Si riproduce per scissione. Trovando condizioni ottimali 2/3 polipi su una roccetta possono raddoppiare in tempi brevi.

Zoanthus

Sono i coralli che danno colore al nano reef. Assomigliano a piccoli fiorellini dai colori sgargianti. Gli zoanthus sono coralli coloniali simbiotici. Sono facili da allevare e non richiedo cure particolari. Se trovano buone condizioni, formano colonie fittissime composte da centinaia di polipi. Sono gioia e dolore di alcuni acquariofili, in quanto spesso, se trovano buone prospettive di crescita, diventano infestanti . .

Le specie tropicali, al contrario di quelle nostrane (Parazoanthus Axinellae), vengono raccolte in acqua basse fortemente illuminate e caratterizzate da un forte idrodinamismo. E’ quindi consigliabile, affinché i colori rimangano sempre brillanti, posizionarli in un punto ben esposto alla fonte luminosa e dove la corrente di ricircolo abbracci completamente la colonia

Pachyclavularia Viridis

Questa splendida specie appartenente alla famiglia degli stoloniferi risulta essere di facilissimo allevamento anche in un nano reef. Spesso viene confusa col genere Briareum dal quale si differenzia per alcuni tratti morfologici come ad esempio la lunghezza dei polipi. E’un animale molto robusto, basti pensare che in natura lo si trova in prossimità di porti o scarichi civili. I colori variano dal marrone al verde acceso.

Guardando fluttuare nella corrente i polipi sembra di vedere un prato smosso dal vento. I polipi incrostanti si propagano velocemente su qualsiasi superficie, formando un gradevole contrasto. Necessita di corrente moderata e luce abbondante. Quest’ultima è imprescindibile se si vuole mantenere i colori brillanti.

Xenia

La Xenia è conosciuta per una sua caratteristica peculiare: l’affascinante e incessante movimento ritmico dei polipi che si aprono e si chiudono, da cui il nome stesso dell’animale: Xenia Pumping. Il colore dei polipi è chiaro tendente all’ocra ma con un po’ di fortuna è possibile trovare varianti come il rosso scuro e il rosa. Necessita di una costante ma debole corrente che abbracci tutta la colonia. L’illuminazione è un fattore fondamentale. La Xenia per crescere bene ha bisogno di tanta luce, cosa che in un nano reef è possibile soltanto adottando un buon numero di lampade PL , una lampada HQI oppure una plafoniera power Led. Questo corallo è noto anche per essere molto difficile da adattare in un reef casalingo.

Potremo dire che non ha vie di mezzo. Infatti spesso si assiste impotenti ad un rapido deperimento e conseguente sfaldamento dell’intera colonia. Le cause non sono ancora ben note in quanto sono tanti i fattori interessati. Altrettanto rapidamente, tanto da diventare infestante, è l’espansione della colonia quando il corallo trova condizioni ottimali.

Capnella

Un bel corallo dalla forma ramificata e semplice da allevare. Non ha particolari esigenze purché venga garantita una buona illuminazione, che avrà un ruolo fondamentale per l’alimentazione essendo anche la Capnella un corallo simbiotico, e un movimento dell’acqua sufficiente a far si che le ramificazioni vengano accarezzate dalla corrente. La colorazione è tendente all’ocra con le estremità dei polipi più scuri.

Si riproduce facendo cadere sul fondo alcuni “grappoli” di polipi (un po’ come succede per gli alberi da frutto) i quali daranno vita ad una nuova colonia.

Sinularia

La Sinularia è un bellissimo corallo che crescendo forma delle ramificazioni meravigliose. E’ un animale molto robusto e questo ne fa un corallo molto facile da allevare in quanto non necessita di grandi attenzioni. Sopporta un forte irraggiamento ma questo non rappresenta un fattore determinante infatti prospera benissimo anche sotto lampade PL. Un buon movimento è invece fondamentale anche per aiutare la Sinularia ad espletare la fase di muta a cui periodicamente va incontro.

I colori vanno dal bianco al beige con alcune varianti rosa e la più ricercata e rara verde fluo. E’ possibile, una volta che l’animale è diventato troppo grande, talearlo servendosi di una lametta. Successivamente si provvederà a riporre la talea su una basetta fissandola con della colla specifica per coralli.

LPS

Sono coralli duri a polipo grande, animali abbastanza robusti ma con esigenze diverse in fatto di luce e movimento dell’acqua. Alcuni di essi sono azooxantellati ovvero privi di alghe simbiotiche zooxantelle pertanto necessitano di una alimentazione mirata.

Caulastrea

Le Caulastree sono coralli relativamente semplici da allevare, necessitano di un movimento moderato e possibilmente alternato per favorire la massima espansione dei polipi alla luce. Quest’ultima deve essere moderatamente intensa per mantenere brillanti i colori. I polipi sono posizionati sulla sommità di un calice calcareo che l’animale sviluppa assorbendo calcio e carbonati. Il disco orale presenta un’unica fila di tentacoli che l’animale estroflette in cerca di plancton. I colori variano dal verde fluorescente che caratterizza tutto il polipo a colori più contrastanti come il grigio scuro o il marron dei calici unito al blu o al verde smeraldo del disco orale. La colonia si propaga scindendo i polipi. Osservandoli da vicino si potrà vedere una seconda bocca all’interno del disco orale segno che si sta formando un nuovo individuo che in breve tempo costruirà il proprio calice.

E’ consigliabile inserire la Caulastrea solo quando il sistema ha acquisito una certa stabilità pena la non totale apertura dei polipi o peggio il repentino regresso del tessuto e quindi la morte dell’animale. Nei nano reef è possibile allevare questi coralli a patto che si rispettino le esigenze sopra elencate.

Euphyllia sp

Splendidi coralli che danno movimento alla vasca. Le Euphyllie sono animali relativamente robusti che amano la luce e un movimento dell’acqua moderato. Nel nano reef trovano collocazione nelle parti basse della rocciata o direttamente sul fondo estroflettendo alla corrente i lunghi tentacoli che le caratterizzano. Gran parte del nutrimento lo traggono dalle zooxantelle ma non disdegnano piccoli pezzetti di gambero o pesce che si portano alla bocca aiutandosi con i tentacoli. Il verde è il colore che le caratterizza maggiormente seguito da un colore rosa bruno quasi tendente al beige con le estremità dei tentacoli col panna o viola.

Ne esistono diverse specie caratterizzate da diverse forme dei tentacoli come ad esempio E. ancora, E. paradivisa, E. glabrescens. Come per la Caulastrea anche la Euphyllia si propaga scindendo nuovi individui che andranno successivamente a costruire un nuovo calice. E’ consigliabile considerare una buona porzione di spazio per posizionare questo corallo in quanto i tentacoli sono molto urticanti e potrebbero danneggiare altri coralli vicini.

Tubastrea

Bellissimo corallo dai coloratissimi polipi arancio che staccano dal rosa del tessuto di base. La Tubastrea è uno azooxantellato quindi privo di alghe simbiotiche. Questo comporta una alimentazione diretta dell’animale composta da uova d’ostrica, copepodi congelati, mysis e artemia. La somministrazione del cibo va fatta mediante una siringa o meglio ancora adoperando una pipetta. E’ sufficiente cospargere i polipi con poco cibo per fare in modo che li estrofletta completamente. A quel punto bisogna cercare di nutrire più individui possibile. Tale operazione è consigliabile farla con le pompe di movimento spente per facilitare la somministrazione.

Predilige gli ambienti poco illuminati, gli anfratti e le cavità della rocciata sono i luoghi ideali per posizionare la Tubastrea. Ama correnti debolmente moderate pur tollerando anche correnti forti. E’ evidente che questo corallo, avendo necessità di essere alimentato direttamente, non è consigliato a neofiti. Ma con un minimo di esperienza, riproducendo le condizioni ideali, questo splendido corallo saprà regalare molte soddisfazioni.

SPS

Sono i costruttori delle Barriere Coralline (Reef Builders). I coralli a polipo piccolo sono tra i più apprezzati dai reefkeepers di tutto il mondo. Il loro allevamento però è particolarmente delicato. Questi animali hanno esigenze molto particolari e questo impone all’acquariofilo un attento controllo di tutti i parametri chimici dell’acqua che deve essere di ottima qualità, priva di nutrienti (po4, no3) e ricca di oligoelementi essenziali alla crescita come calcio e magnesio. Luce e movimento sono altri due fattori importantissimi per il mantenimento di coralli SPS. La prima è il nutrimento principale di questi coralli che ospitano alghe simbiotiche. Una forte illuminazione determina anche una maggiore brillantezza dei colori, segno imprescindibile della salute dell’animale. Il movimento è un altro fattore importantissimo. Questi animali infatti, in natura prosperano in condizioni di corrente elevata che in un nano reef di pochi litri è difficile ottenere proprio a causa delle esigue dimensioni della vasca. Con l’ausilio di pompe elettroniche che consentono la regolazione della potenza e addirittura la simulazione di particolari correnti molto simili a quelle che si trovano in natura, un nanoreef superiore ai 50lt e una buona plafoniera HQI, T5 o power LED si può tentare l’allevamento di coralli molto esigenti quali le Acropore. Tuttavia esistono alcune specie di SPS che risultano essere più robuste e meno esigenti rispetto a queste ultime. Infatti le Acropore sono di difficile allevamento in un nanoreef (e non solo) a meno che il conduttore sia un esperto acquariofilo. Pertanto prenderemo in esame una specie di corallo SPS considerato “semplice”. Le Montipore.

Montipora sp

Le montipore sono coralli a polipo piccolo considerati di semplice allevamento. Sopportano piccoli errori di conduzione e anche se i parametri chimici dell’acqua non sono perfetti si adattano comunque all’ambiente. Naturalmente non si devono trascurare i cambi d’acqua che apportano al sistema un giusto equilibrio di oligoelementi fondamentali per la crescita di questi animali. L’illuminazione dovrà essere adeguata al loro allevamento. Meglio orientarsi su lampade HQI oppure power LED in modo da garantire anche il mantenimento dei colori. Anche il movimento dovrà essere da moderato a forte per consentire la massima espansione dei polipi. Tali condizioni impongono determinate scelte di allevamento all’interno di un nanoreef, pertanto è consigliabile pensare in precedenza a ciò che si vuole allevare tenendo conto delle diverse esigenze. Ne esistono diverse specie dalle forme più svariate caratterizzate da colori che variano dal rosso all’arancio, dal viola al porpora, le verdi laminari con bordi di crescita viola. Tra le più allevate e conosciute ci sono le M. foliose, M. capricornis, M.digitata. solitamente le specie a crescita laminare come M. foliosa o M. capricornis vengono posizionate nelle parti basse della rocciata in modo che l’animale, crescendo, non vada a coprire altri coralli.

La M. digitata invece trova diverse disposizioni ma solitamente viene posta in piena luce nella parte alta della rocciata. Taleare le Montipore è estremamente semplice e spesso questo accade involontariamente facendo manutenzione all’interno della vasca. Infatti il loro esoscheletro è molto fragile tanto che spesso si danneggia con la semplice pressione delle dita quando si va ad incollare una talea sulla rocciata! Se le condizioni dell’acqua sono buone e le Montipore ricevono un costante apporto di oligoelementi, la crescita sarà rapidissima regalando al nanoreefers splendide soddisfazioni.

Siamo giunti al termine del terzo appuntamento dedicato ai nano reef e i loro abitanti. Nel quarto e ultimo capitolo andremo a vedere quali sono le vasche ideali e gli accessori, come arredare, che tipo di gestione è meglio adottare per rendere il più semplice possibile il mantenimento di questi mini ecosistemi.

Un saluto a tutti

Gian Luca Murtas aka Luk73

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Iniziamo subito con la prima domanda, che ovviamente è:

Quanto sarà grande la vasca?

Il primo concetto da chiarire è che una vasca piccola è più difficile da gestire rispetto a una vasca grande. Questo perché i margini di errore in una vasca piccola sono limitati. Per esempio, un conto è se muore un paguro in 1000 litri, un conto è se muore in 30 litri. Ma soprattutto, è molto più facile ottenere la stabilità biologica e dei valori chimici dell’acqua in vasche di medie dimensioni, piuttosto che in vasche piccole.

Questo non vuol dire che dobbiamo tutti avere dei vasconi, ma, proprio quando si inizia, sarebbe preferibile scegliere una vasca di almeno 80-120 litri. Vasche di litraggio inferiore, i cosiddetti nanoreef, sono più difficili da far funzionare, oltre a limitare non poco la scelta degli animali che vi possono essere allevati.

Un altro aspetto da considerare riguarda i costi di allestimento e di gestione. Chiaramente, un litraggio più elevato comporta costi di allestimento maggiori, per via dell’attrezzatura tecnica più sofisticata e della maggiore quantità di rocce vive necessarie. Anche i costi di gestione sono più elevati a causa della maggiore energia elettrica necessaria e dei prodotti da utilizzare (sale per preparare l’acqua, integratori, ecc.). Tuttavia, vasche dimensioni medio-piccole come quelle indicate (80-120 litri), possono essere allestite e gestite con spese ancora contenute e offrono possibilità di successo assai maggiori. Quindi: meglio spendere un poco di più e partire col piede giusto, piuttosto che spendere molto poco subito e poi buttare soldi in coralli che non riusciamo ad allevare o, peggio, far soffrire i pesci che acquisteremo.

Aggiungiamo, per dovere di completezza, che anche i nanoreef, tramite le moderne tecniche di cui disponiamo, possono funzionare a dovere. Ma riteniamo che questo tipo di acquari marini sia più facilmente gestibile da acquariofili esperti che non da semplici neofiti.

La Sump è necessaria?

La sump è una vasca secondaria, posta sotto all’acquario. In essa trovano alloggiamento tutti gli accessori tecnici, quali lo schiumatoio, il riscaldatore, l’osmoregolatore, ecc. L’acqua defluisce dall’acquario alla sump per tracimazione e ritorna all’acquario tramite una pompa di risalita.

Rispondiamo ora alla nostra domanda, dicendo semplicemente che la sump è praticamente indispensabile. Non c’è tanto da pensarci, uno schiumatoio efficiente è relativamente grande: si ha quindi bisogno di spazio per collocarlo. Se proprio non si ha lo spazio per collocare la sump nel mobile sotto all’acquario, si può ricorrere a uno schiumatoio appeso esternamente, solitamente sul retro all’acquario: ma questa soluzione è comunque un ripiego, più che una valida alternativa.

Quale illuminazione?

L’argomento illuminazione è forse il più discusso. Quanta luce occorre? Meglio utilizzare lampade a Led, lampade alogene HQI o tubi fluorescenti T5?

Per prima cosa dobbiamo decidere quali invertebrati vogliamo allevare e conseguentemente la quantità di luce che ci occorrerà: vi sono i coralli molli (che necessitano di poca luce), i coralli duri a polipo grande (detti LPS, che necessitano di luce media) ed i coralli duri a polipo piccolo (detti SPS, i quali necessitano di molta luce). Solitamente, ai neofiti vengono consigliati i coralli molli o al più i coralli LPS, che sono di più facile allevamento. In questo caso un’illuminazione media potrà essere sufficiente: per esempio, nel caso dei molli, 4 tubi fluorescenti T5 lunghi quanto la vasca sono sufficienti. Nel caso degli LPS conviene portarsi sui 6 T5, mentre per gli SPS (come dicevamo, sconsigliati alla maggior parte dei neofiti) occorrono anche 8 o 10 T5. Se la nostra scelta dovesse invece ricadere sulle lampade HQI, per coralli molli o LPS possono andare bene quelle da 70 o da 150 watt (mentre per gli SPS si usano quelle da 250 o da 400 watt). Il numero di lampade HQI da mettere dipende dalla forma della vasca: per i cubi si utilizza una sola lampada HQI, mentre per le classiche vasche con lato lungo si utilizzano più HQI (solitamente due, per vasche medie come quelle consigliate sopra). Per quanto riguarda i Led (che sono una tecnologia recente e ancora poco conosciuta in acquariofilia) si trovano plafoniere molto diverse tra loro, per wattaggio e numero di Led utilizzati: diventa quindi difficile fornire un’indicazione sulla quantità di luce e sul wattaggio necessario. In questo caso conviene perciò affidarsi alle indicazioni del produttore e all’esperienza diretta di altri acquariofili, valutando di caso in caso le possibili soluzioni.

Passiamo ora a vedere quali sono le principali caratteristiche delle varie tipologie di illuminazione.

HQI	T5	LED

Iniziamo dalle lampade HQI. le plafoniere hanno un costo relativamente contenuto. Possiamo decidere di montare bulbi di marca, con gradazione a noi preferita. Hanno un’ottima resa, un’ottima profondità di penetrazione e le vasche così illuminate hanno un fascino particolare e un aspetto molto naturale. La crescita dei coralli è ottimale, i colori brillanti. Periodicamente, entro 8-12 mesi (a seconda delle ore effettive di luce erogata), il bulbo HQI deve essere sostituito.

Altro fattore da considerare è che le lampade HQI riscaldano molto l’acqua e questo significa che d’estate si renderà probabilmente necessario predisporre misure atte a mantenere l’acqua entro i 27-28 gradi. Allo scopo vi sono vari sistemi di raffreddamento, dalle semplici ed economiche ventole (sufficienti quando la temperatura ambientale non supera i 26-27°) ai più potenti e costosi refrigeratori.

I tubi fluorescenti T5 costituiscono probabilmente il sistema di illuminazione più comunemente utilizzato e diffuso. Le plafoniere hanno un costo contenuto, hanno un’uniformità di illuminazione in vasca che non teme rivali, sono sufficientemente penetranti (meno delle HQI però). Sono molto personalizzabili, dato che ogni neon può essere montato con la gradazione di colore che si preferisce. Anche i T5 devono essere periodicamente sostituiti (ogni 6-8 mesi). Rispetto alle HQI, i T5 riscaldano molto meno.

Led: chilometri di post si sono consumati su questa tecnologia, relativamente recente in ambito acquariologico. Le plafoniere sono molto costose, specialmente quelle dotate di dimmer per l’effetto alba e tramonto. Anche i led danno la possibilità di personalizzare il tipo di luce (miscelando bianchi e blu), non riscaldano l’acqua e, a parità di wattaggio, le case costruttrici dichiarano rendimenti anche 3 volte superiori alle HQI e ai T5. Oltre a questo risparmio energetico davvero significativo, il led si esauriscono in tempi molto lunghi (si parla addirittura di 10 anni) e non richiedono pertanto sostituzioni frequenti. Il vantaggio principale offerto dai Led è pertanto nei costi di esercizio molto contenuti (a fronte però di una spesa molto maggiore nell’acquisto iniziale, spesa che risulta tuttavia ammortizzabile in alcuni anni di gestione).

Quale schiumatoio?

Lo schiumatoio diventa indispensabile per mantenere bassi i valori degli inquinanti. Ormai quasi tutti gli schiumatoi adottano la pompa con girante a spazzola, un sistema che permette di micronizzare bollicine d’aria in modo ottimale. La sua funzione è semplice quanto efficace. In una colonna d’acqua, riciclata continuamente da una pompa, vengono immesse bollicine d’aria che trattengono gran parte degli inquinanti i quali vengono raccolti in un bicchiere e poi rimossi meccanicamente.

Lo schiumatoio aiuta quindi il sistema, smaltendo la maggior parte dei composti organici a monte (cioè non appena essi vengono introdotti nel sistema) e riducendo così notevolmente il lavoro di filtrazione biologica svolto dai batteri nitrificanti. La filtrazione biologica avverrà pertanto solo nelle rocce vive, nel materiale di fondo e nella colonna d’acqua, dove i batteri porteranno a termine il ciclo dell’azoto, smaltendo così i residui organici rimanenti, quelli non asportati dallo schiumatoio. Date queste premesse, appare chiaro che non occorre ricorrere all’uso di filtri biologici (cioè di filtri caricati a spugne e/o cannolicchi). Anzi, nell’acquario marino i filtri biologici dovrebbero essere evitati (salvo casi particolari) poiché producono alte quantità di nitrati. Al posto dei filtri biologici, come già detto, negli acquari marini si ricorre allo schiumatoio, alle rocce vive ed eventualmente al materiale di fondo (come vedremo più avanti, quando parleremo del DSB).

Quale altra attrezzatura mi serve?

Ricapitolando, abbiamo la vasca, abbiamo scelto l’illuminazione giusta, abbiamo posizionato la nostra sump e all’interno il nostro schiumatoio. La sump sarà collegata alla vasca tramite una pompa di risalita.

La pompa di risalita dovrà avere una potenza tale da garantire un ottimo scambio tra la vasca e la sump, ricordandoci che i litri dichiarati della pompa devono tener conto della prevalenza (la distanza verticale tra sump e vasca), del diametro dei tubi e dei raccordi. Quindi è bene dimensionare adeguatamente la portata della pompa. Un consiglio che mi sento di dare, è quello di spendere qualcosa in più sulla pompa di risalita. Infatti, pompe con tecnologia volte al risparmio energetico (tipo quelle elettroniche), hanno sì un costo maggiore, ma hanno consumi anche ¼ inferiori a quelle più economiche. Essendo un motore che deve spingere grosse quantità di acqua, ha dei consumi rilevanti. Una pompa di classe media di 2800l/h, per esempio, ha un consumo di 55w, considerando che funziona 24 ore su 24, il consumo è da tenere in considerazione, specialmente se si tratta di vasche molto grandi con pompe ancora più potenti.

Passiamo ora alle pompe di movimento che normalmente saranno due. Si tratta di accessori molto importanti in quanto un buon movimento dell’acqua è fondamentale per allevare i coralli con successo. Il movimento da considerare è in funzione dell’allestimento e degli animali allevati. I coralli SPS avranno bisogno di molto più movimento rispetto ai coralli molli e agli LPS. Solitamente si utilizzano potenze, misurate in litri/ora, che vanno da 10-20 volte la capacità della vasca (molli ed LPS) fino 40 e più volte la capacità della vasca (SPS). Anche in questo caso, mettendo mano al portafoglio, si possono avere sistemi a basso consumo e simulatori di maree e correnti (non indispensabili).

Sul posizionamento delle pompe esistono molte teorie, io personalmente ritengo che ogni vasca abbia le proprie caratteristiche e non si può quindi fare una regola per tutti. Per esempio, chi ha la sabbia e pompe potenti dovrà probabilmente orientare le pompe verso l’alto, per evitare di far volare la sabbia per la vasca.

L’osmoregolatore è un apparecchio costituito da un interruttore galleggiante il quale rileva l’abbassamento del livello d’acqua. Quando l’acqua si abbassa per via dell’evaporazione, l’interruttore galleggiante mette in funzione una piccola pompa posta in un contenitore a parte, pieno di acqua demineralizzata. In tal modo, i rabbocchi di acqua evaporata avvengono automaticamente. Tantissime volte vediamo neofiti che partono con la vasca, mettendo in conto l’acquisto dell’osmoregolatore in un secondo momento. In realtà l’osmoregolatore dovrebbe far parte del corredo iniziale di una vasca, in quanto la stabilità dei valori, e in questo caso della salinità, è una priorità inderogabile. Considerato anche il costo relativamente contenuto, consigliamo di far partire la vasca con l’osmoregolatore fin da subito.

Osmoregolatore	Reattore di calcio

Reattore di calcio. In una vasca di barriera il reintegro del calcio riveste un ruolo fondamentale. Più la vasca è popolata, specie se da coralli duri, più la vasca è grande, e maggiore sarà la richiesta di calcio. In un nanoreef potrà essere sufficiente reintegrare il calcio e i carbonati con prodotti commerciali o ricorrendo all’acqua calcarea (acqua saturata con idrossido di calcio e poi dosata lentamente in vasca). In vasche più grandi e ben popolate di coralli (soprattutto se duri) si rende invece necessario l’utilizzo di un reattore di calcio. Occorre infatti dire che il reattore di calcio è senz’altro l’accessorio più efficace e largamente utilizzato per reintegrare calcio e il KH. Il reattore di calcio è costituito da un contenitore pieno di materiale calcareo (per es. ghiaia corallina) all’interno del quale viene fatta passare l’acqua dell’acquario tramite una pompa. Un impianto di co2 (anidride carbonica) provvede a immettere nel contenitore co2, la quale, acidificando l’acqua all’interno del reattore, consente di sciogliere in acqua il calcio di cui è contenuto nella corallina. Si tenga conto del fatto che il reattore di calcio ha un costo relativamente elevato e che al reattore va comunque affiancata una bombola di co2 col suo riduttore di pressione. E’ anche possibile (ma non indispensabile) dotare questo sistema di una sonda con controller di ph e un’elettrovalvola per meglio dosare la co2. L’acquisto del reattore di calcio può comunque essere effettuato in un secondo momento, quando i reintegri con prodotti commerciali a base di calcio e carbonati dovessero rivelarsi insufficienti.

L’Impianto ad osmosi inversa sarà invece acquistato subito, poiché per il nostro acquario utilizzeremo solo acqua demineralizzata. L’importanza dell’acqua che utilizzeremo, non solo per il primo riempimento, ma anche per i rabbocchi dell’acqua evaporata e per i regolari cambi parziali, è fondamentale. Si pensi al fatto che l’acqua che evapora dalla nostra vasca è completamente distillata, ovvero essa ha lasciato in vasca tutti i suoi minerali: pertanto, rabboccare quest’acqua con acqua di rubinetto, significherebbe immettere continuamente minerali in vasca, portando ad accumuli e a conseguenze disastrose, sotto vari aspetti, tra cui probabili invasioni algali. Non scordiamoci inoltre del fatto che l’acqua di rubinetto contiene cloro, pesticidi e metalli pesanti. Nel nostro hobby tutto parte dalla qualità dell’acqua che utilizziamo. Nell’acquistare il nostro impianto ad osmosi inversa ci assicureremo che esso sia dotato di post filtrazione a resine deionizzanti (spesso definite anche resine anti-silicati) in grado di rimuovere efficacemente nitrati, fosfati e soprattutto i silicati.

Quale metodo adottare?

Anche qui potremmo scrivere pagine e pagine, ma ci limiteremo ad illustrare i due metodi di base più largamente diffusi, i quali ci consentiranno di avere un giusto punto di partenza: questi sono il metodo berlinese e il metodo DSB.

Sappiamo che in una vasca reef dobbiamo creare un equilibrio tale da permettere lo sviluppo di un ecosistema stabile. A tal scopo giocano un ruolo importantissimo in batteri “buoni”, quelli cioè responsabili del ciclo dell’azoto, i quali fanno sì che gli inquinanti non rimossi dallo schiumatoio vengano eliminati. Questi batteri hanno bisogno per il loro sviluppo di un substrato idoneo. Nel metodo Berlinese il substrato è costituito prevalentemente dalle rocce vive (provenienti dai mari tropicali), mentre nel DSB il substrato è costituito prevalentemente dal materiale di fondo.

Il metodo berlinese prevede l’utilizzo di una quantità elevata di rocce vive (circa 1 kg di rocce ogni 6-8 litri d’acqua) e di un fondo di sabbia basso (o anche inesistente). Il metodo DSB prevede invece l’utilizzo di un fondo di sabbia finissima (granulometria “sugar”) alto almeno 10-12 cm, fondo che è il cuore del sistema; in questo caso le rocce vive saranno introdotte in quantità assai limitata. Nel metodo berlinese si privilegiano pertanto le rocce vive, mentre nel DSB lo strato di fondo (DSB significa infatti: letto sabbioso profondo).

Se vogliamo una rocciata ben sviluppata sceglieremo il metodo berlinese, se preferiamo una rocciata più minimalista sceglieremo invece il metodo DSB. Quest’ultimo consente una più efficace riduzione dei nitrati. La funzione del DSB è infatti quella di creare zone idonee sia per i batteri che lavorano in presenza di ossigeno (nello strato superficiale della sabbia) che per i batteri che lavorano in carenza di ossigeno (nello strato profondo della sabbia): le due tipologie di batteri assicurano così lo svolgimento dell’intero ciclo dell’azoto, mantenendo l’acqua priva di composti azotati, come ammonio, nitriti e nitrati). Anche nel metodo berlinese si hanno zone ricche di ossigeno (sulla superficie delle rocce e nella colonna d’acqua) e zone povere di ossigeno (all’interno delle rocce): in questo caso però, si assiste ad una minore riduzione dei nitrati. L’abbassamento dei nitrati a livelli bassissimi (utile per avere colorazioni più brillanti dei coralli) potrà comunque essere ottenuto anche nel berlinese, utilizzando altri sistemi aggiuntivi, quali l’utilizzo di zeoliti (in appositi reattori) e di metodi a proliferazione batterica (in questi metodi i batteri vengono nutriti con alimenti appositi in modo da ottenerne la proliferazione). In entrambi i casi, sia nel berlinese che nel DSB, adotteremo comunque lo schiumatoio, il quale, come già detto, rimuove a monte la maggior parte dell’inquinamento organico, riducendo così il carico di lavoro svolto dai batteri responsabili del ciclo dell’azoto.

La maturazione

Tutta la nostra attrezzatura è pronta, possiamo partire! Se abbiamo la possibilità di preparare l’acqua e tenerla in un recipiente, avremo la possibilità di fare la rocciata con calma e poi aggiungere l’acqua. In vasche molto grandi questo è ovviamente impossibile, quindi prepareremo l’acqua in vasca e poi faremo la rocciata. Accenderemo lo schiumatoio e tutte le pompe fin da subito.

Da questo punto inizia la fase di maturazione, che, diciamolo subito, durerà non meno di tre mesi, periodo di tempo nel quale non potremo assolutamente inserire animali di nessun tipo. Durante la fase di maturazione dovrà completarsi lo spurgo delle rocce, stabilizzarsi il ciclo dell’azoto (in maturazione valori relativamente alti di ammonio e nitriti sono normali), nonché completarsi il ciclo algale (compariranno nell’ordine: alghe marroni dette Diatomee, le quali lasceranno il posto ad alghe verdi filamentose che a loro volta lasceranno il posto alle alghe calcaree rosse; queste ultime sono alghe “buone” e indicano che la prima fase di maturazione, quella dei tre mesi, è terminata).

All’inizio della maturazione, subito dopo aver riempito la vasca, fatto la rocciata e avviato gli accessori tecnici, possiamo prendere due strade diverse. Iniziare con la luce da subito, magari aumentando le ore gradualmente, oppure fare un mese di buio (con lo scopo di ridurre le probabilità di avere esplosioni algali molto forti). La tendenza che recentemente si sta affermando sempre più è però senz’altro quella di non fare il mese di buio, ma di partire con la luce fin da subito (iniziando però, come detto, con poche ore di luce al giorno, per poi aumentare gradualmente, fino a raggiungimento del pieno fotoperiodo nell’arco di qualche settimana). Dando luce fin da subito manterremo in vita la flora e fauna delle rocce e il processo di maturazione sarà pertanto più veloce.

Durante la fase dei tre mesi di maturazione non si devono fare cambi parziali dell’acqua: ci si limita a ripristinare l’acqua evaporata (possibilmente tramite osmoregolatore, come già detto). La somministrazione di appositi batteri che si trovano in commercio è invece sensata e agevola la maturazione.

La vasca potrà iniziare ad accogliere i primi inquilini quando il valore dei nitriti sarà sceso a zero e comunque non prima di tre mesi. Gli inserimenti verranno fatti in modo graduale, non senza aver prima controllato tutti valori base (nb: temperatura, salinità, PH e KH e calcio vanno controllati anche durante i primi 3 mesi):

• Temperatura: 24-27 °C (ottimale 25°)
• Salinità: 35 ‰ (circa 1026-1027)
• PH (acidità/basicità dell’acqua): 8-8.4
• KH (carbonati e bicarbonati di calcio, sodio e magnesio): 6-7
• Ca (calcio): 400-440
• Mg (magnesio): 1200-1300
• NO2 (nitriti): 0 (valori fino a 0,02 sono tollerabili, ma non buoni)
• NO3 (nitrati): entro 15 (meglio se più bassi)
• PO4 (fosfati): entro 0,05 (meglio se più bassi)

Ricordiamoci che dopo i primi classici 3 mesi la vasca sarà pronta, ma non completamente matura.

Sarà una vasca molto giovane e instabile, quindi ogni intervento sarà fatto con cautela.

Tanta pazienza e nessuna fretta saranno la ricetta vincente!

Dan79

Daniele Rosella

Due mesi fa, quando ho avviato la mia nuova vasca, ho acquistato un osmoregolatore della Tunze (modello 5017) per il mantenimento del livello dell’acqua e della giusta salinità.

All’interno della confezione, che risulta essere molto curata con ogni singolo elemento sistemato in modo meticoloso, troviamo :

Un mini-sensore ottico che riconosce con precisione il livello dell’acqua. Grazie alla tecnologia ad infrarossi non richiede particolare manutenzione.

Un secondo sensore di sicurezza di tipo meccanico che permette un affidabile controllo della funzionalità.

La pompa dosatrice che, come dichiara la tunze, può essere sostituita da una pompa più potente nel caso di vasche di oltre 1000 L.

Il regolatore 5017 che fornisce segnali ottici per tutte le funzioni ed emette un allarme acustico in caso di malfunzionamento. Protegge la pompa da un funzionamento a secco e avverte in caso di recipiente vuoto.

L’alimentare a bassa tensione di sicurezza di 11V.

Installazione

Il libretto d’istruzioni, anche in lingua italiana, è ricco di immagini e schemi che risultano estremamente utili durante le fasi di installazione dell’osmoregolatore.

I sensori vanno fissati al vetro della sump (o della vasca in sua assenza), tramite dei supporti provvisti di magnete, molto simili a quelli usati comunemente per le pompe di movimento.

Il sensore ottico va posizionato con la punta rivolta verso il basso ed immersa per circa 3-4 mm nell’acqua. Nel momento in cui rileva un abbassamento del livello dell’acqua oltre la soglia impostata, il sensore invia un segnale al controller che a sua volta fa partire la pompa per il rabbocco fino al ripristino del livello ottimale.

Il sensore ottico, stando sempre a contatto con l’acqua salata, tende a sporcarsi con patine e incrostazioni varie che possono compromettere il buon funzionamento della sonda stessa.

Consiglio pertanto di pulirlo periodicamente con acqua ed aceto almeno ogni 3-4 mesi.

Attenzione a non utilizzare acidi forti che potrebbero opacizzare il sensore danneggiandolo.

Il secondo sensore è un galleggiante di tipo meccanico che entra in funzione bloccando la pompa in caso di emergenza. Potrebbe succedere infatti che per un qualsiasi motivo il controller non riceva il segnale di stop dal sensore ottico e la pompa continui a rabboccare nonostante il livello sia stato già raggiunto.

Per ulteriore sicurezza comunque, il controller interrompe la mandata della pompa dopo 10 min di lavoro continuo.

Trovo che il doppio sensore, sia davvero utile. Nel mio caso, infatti, il prodotto appena installato presentava un anomalia. In pratica, il sensore ottico dopo aver dato l’input alla pompa non riconosceva il livello e la pompa continuava a rabboccare. Fortunatamente entrava in azione il sensore galleggiante che bloccava la pompa evitando un disastro.

Ho mandato subito il prodotto in assistenza, e mi è stato restituito dopo solo 3 giorni perfettamente funzionante, ovviamente con la riparazione in garanzia.

Per un corretto funzionamento e per garantire lo spegnimento di emergenza, è necessario che tra i due sensori ci siano almeno 2,5 cm di dislivello (ovviamente quello di sicurezza va più in alto rispetto a quello di esercizio).

I due sensori possono essere montati tranquillamente sullo stesso magnete, anche se la Tunze ne fornisce 2. Il secondo magnete può essere utilizzato come ricambio o per un eventuale posizionamento in due punti diversi dei sensori all’interno della sump o della vasca.

Personalmente, ho separato i due sensori come si può vedere dalle foto della mia vasca, in quanto il filo del sensore di sicurezza, staccandosi dal blocco, potrebbe interferire con la lettura ottica del sensore di esercizio.

Inoltre, ho posizionato il sensore ottico nella parte meno movimentata della sump, per evitare che le onde possano disturbare la lettura.

La pompa, che ricordo funziona a 11v, può essere collocata in una tanica o nel vano di rabbocco della sump. Collegata ad un tubicino tipo areatore, immette acqua in sump o in vasca. Il rabbocco è piuttosto veloce, anche se devo dire che la pompa è un pò rumorosa.

Veniamo ora al cuore del sistema, il controller.

In dotazione viene fornito il nastro bi-adesivo per il fissaggio frontale.

Il controller ha 4 led luminosi che indicano:

• led verde, quando il sensore di esercizio è a contatto con l’acqua; se resta 3 secondi senza il contatto parte l’input per il rabbocco
• led arancio, quando la pompa è in funzione; rimane acceso per tutta la durata del rabbocco e al termine del quale si riaccende il led verde.
• led rosso ‘too low’, quando la pompa ha funzionato per più di 10 minuti e il livello non è stato raggiunto. Questo è un segnale che indica un anomalia della pompa o il serbatoio vuoto.
• led rosso ‘too high’, quando il sensore galleggiante di sicurezza entra in funzione. Viene attivato anche il segnale acustico.

Il segnale acustico può essere disattivato agendo direttamente all’interno del controller, ovviamente è un azione sconsigliata.

I due sensori sono collegati direttamente dentro il controller, quindi per un eventuale sostituzione bisogna aprire il dispositivo.

La pompa invece può essere sostituita più facilmente, in quanto è collegata ai due fili positivo e negativo che fuoriescono dal controller.

Per qualunque problema del controller, è possibile resettare il dispositivo semplicemente staccando la corrente.

Una funzione che sinceramente non ho ben capito ma può essere seccante è che dopo ogni spegnimento o riaccensione del dispositivo, la pompa fa un rabbocco di 10 secondi.

Conclusioni

Che dire ragazzi, ho spesso la necessità di spostarmi per alcuni giorni, volevo quindi stare tranquillo almeno per quanto riguarda il sistema di rabbocco.

Il Tunze 5017 è un osmoregolatore costruito e progettato bene, è preciso e da una certa sicurezza, in più è a bassa tensione.

Di listino costa 169 euro, ma si possono avere sconti specialmente acquistando on-line.

L’ assistenza è precisa e tempestiva, in quattro giorni l’ho spedito e ricevuto indietro perfettamente funzionante.

Direi un ottimo acquisto, ma spendendo qualcosa in più rispetto ai tradizionali e più semplici dispositivi.

Un saluto

Daniele Rosella aka Dan79

Un sistema di controllo valido deve:

- Acquisire dati relativi ai valori della vasca (Temperatura, Ph, …)

- Controllare la parte tecnica affinché i valori rientrino nel range desiderato

- Automatizzare compiti che devono avere una cadenza precisa (Accensione luci, attivazione dosometriche,…)

A tal fine sono nati una moltitudine di progetti per la realizzazione di unità logiche (controller) che possano assolvere a questi compiti; il problema principale di tali tecnologie è spesso il costo, per i prodotti completi presenti in commercio, e la facilità di costruzione/programmazione per i progetti di autocostruzione.

In questo panorama si è inserito un progetto che resta un po’ in bilico tra le due opzioni (controller commerciali – autocostruzione) che si basa sul concetto di open-source, quando cioè un prodotto è immediatamente funzionale per l’utente base e nello stesso tempo liberamente adattabile alle proprie esigenze da parte di un utente più esperto (o semplicemente più volenteroso). Il ReefAngel Controller incarna in pieno questa filosofia, è realizzato sulla piattaforma Arduino (un altro progetto in continua evoluzione e anch’esso open-source) e dalla sua nascita ha già subito molte modifiche e migliorie che lo proiettano in una fascia molto alta al fianco dei più famosi e costosi controller commerciali.

Figura 1: ReefAngel nudo, schermo lcd (alto sx), joypad (alto dx) e arduino (scheda verde).

Dopo aver letto un po’ la documentazione riguardante il controller e dopo uno scambio di opinioni con lo sviluppatore del progetto ho deciso di provarlo per capire le potenzialità di un prodotto così economico e di cui in America si parla tanto bene. Dopo un po’ di trepidazione per l’attesa dei lunghi tempi di spedizione e dopo qualche mese di continuo utilizzo ed incessanti modifiche sono qui a presentarvi l’accessorio a cui più difficilmente rinuncerei per il mio acquario, nella speranza di essere utile a chi aveva intenzione di automatizzare a basso costo.

Il controller si divide principalmente in 2 parti: l’unità logica dove risiede il programma di gestione che è schematizzabile come il cervello del controller e l’unità di potenza dove va collegata la tecnica della vasca che si vuole automatizzare. I sensori attualmente disponibili sono temperatura (fino a 3 sensori), livello (galleggianti) e Ph ed è in via di sviluppo la sonda per il potenziale redox (probabilmente disponibile nei prossimi mesi) e salinità. Tra gli accessori più interessanti ci sono: l’interfaccia WiFi (per collegarsi in rete wireless) e il modulo dosometriche (con 2 pompe controllabili), il modulo led lunari (con 3 led lunari dimmerabili) e l’espansione dell’unità di potenza (per passare dalle 8 prese di corrente controllabili a 16 o multipli di 8 ) 

Figura 2: Schermata principale ReefAngel

Figura 3: ReefAngel, unità logica (destra) e unità di potenza (sinistra).

La mia dotazione è quella standard con il solo optional del WiFi e due dosometriche autocostruite e il sistema mi permette di:

- Eseguire il rabbocco automatico

- Controllare le pompe di movimento (alternate)

- Controllare il riscaldatore e il refrigeratore

- Accensione della plafoniera con ritardo di 5min in caso di black out

- Controllare le due pompe dosometriche

Queste sono le funzionalità che io ho prediletto ma eventualmente il controller può anche:

- Dimmerare l’illuminazione per simulare alba e tramonto

- Ritardare lo skimmer in caso di black out

- Impostare una temperatura oltre la quale si spegne l’illuminazione

Il solo limite è la fantasia e la disponibilità di prese sull’unità di potenza (ovviabile con l’acquisto di espansioni).

Figura 4: Dosometriche D.I.Y. (sinistra) e Modulo WiFi (destra)

Ma l’aspetto che più mi rende soddisfatto dell’acquisto è il controllo remoto sia dei valori sia delle prese (con alcuni accorgimenti), infatti il team di programmatori ha sviluppato un software che permette di controllare tutto da un pc collegato al controller tramite USB o WiFi. Il ReefAngel Client infatti legge ogni 30 secondi circa lo stato della vasca (valori e stato delle prese) e restituisce sia numericamente che graficamente l’andamento degli stessi fino all’ultimo mese. Inoltre utilizzando un software di gestione remota del pc (come Teamweaver) ci sarà possibile controllare la vasca da una qualsiasi postazione collegata ad Internet.

Figura 5: Schermata programma ReefAngel Client v2.2

Un’altra opzione molto simpatica (anche se molto meno utile) è la generazione di un web-banner che ci indica i valori e lo stato dei relay (prese controllabili) in tempo reale. Il team ha provveduto a creare molti schemi grafici per accontentare tutte le esigenze (perché anche l’occhio vuole la sua parte).

Figura 6: WebBanner della Mia Vasca

È chiaro, dunque, che le potenzialità dello strumento sono davvero infinite e sono certo che vi chiederete quanto possa essere semplice la programmazione e la messa in funzione…

Mi dispiace dover far ricredere gli scettici, infatti il team di sviluppatori software (soprattutto Curlt Binder, il guru della programmazione del controller) sono continuamente impegnati a creare nuove funzioni (anche sulla base delle richieste pervenute sul loro forum http://forum.reefangel.com/) e a programmare nuovi programmi per rendere il compito della customizzazione (programmazione su misura) sempre più scorrevole e semplice.

In questo contesto bisogna evidenziare il grosso lavoro svolto dal team di programmazione delle librerie (codici di programmazione che implementano le funzioni) che riesce a produrne quasi continuamente di nuove e più funzionali. Per quanto concerne la customizzazione e programmazione menzioniamo il software RAgen grazie al quale è possibile programmare graficamente il controller senza conoscere alcun linguaggio di programmazione . Semplicemente settando i valori e le funzioni desiderate il programma ci restituirà il file .PDE (file di programmazione del controller) da caricare tramite USB.

Figura 7: Schermata ReefAngel Generator per programmare il controller

In conclusione direi che posso ritenermi pienamente soddisfatto del mio acqusto, e mi sento di consigliarlo a tutti gli acquariofili che desiderano un’esemplificazione della gestione, senza gravare troppo sul portafogli, con tutte le garanzie di affidabilità di cui necessitiamo per affidargli la/e nostra amata vasca.

Pasquale Milano (pasqualevg)

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